急性輸送ストレスがニワトリ (Gallus domesticus) の副腎に おける反応に及ぼす影響

急性輸送ストレスがニワトリ (Gallus domesticus) の副腎に おける反応に及ぼす影響

誌名

誌名 Animal behaviour and management ISSN

ISSN 18802133

著者 著者

Kober, A. K. M. H.

青山, 真人 塚原, 直樹 杉田, 昭栄 巻/号

巻/号 47巻3号

掲載ページ

掲載ページ p. 97-103 発行年月

発行年月 2011年9月

農林水産省 農林水産技術会議事務局筑波産学連携支援センター

Tsukuba Business-Academia Cooperation Support Center, Agriculture, Forestry and Fisheries Research Council Secretariat

‑ Short Report ‑

The e f f e c t s  o f  acute t r a n s p o r t a t i o n  s t r e s s  on the a d r e n a l  gland  o f  the domestic chicken ( G a l l u s  domesticus) 

A. K. M. Humayun KOBER¹， 2， Masato AOYAMA¥ Naoki TSUKAHARA1.3，  Shoei SUGITA 1* 

lDepartment of Animal Science， Utsunomiya University， 350 Minemachi， Utsunomiya shi， 321^欄8505，Japan;  2United Graduate School of Agricultural ScienceラTokyoUniversity of Agriculture and Technology， 

3・5‑8Saiwaichou， Fuchu‑Shi 183^開8509，Japan 

3Utsunomiya University Center for Optical Research & Education， 7・4♂Yoto，Ut給sunomlぢya.^胸.刷δ.

ネCorrespondingauthor. E‑mail address: [email protected]仕u.ac.JP

A b s t r a c t  

An experiment was conducted to examine the effl巴ctsof two types of cages and acute transportation stress on  selected physiological and biochemical parameters of the adren

冶 叫

algland ぱ0ft出h巴chicken (0.αallルus，ぬdo川meωμ川s;[刀ticu:釘'jY'斗

exp巴αn

防

I釘n鴎er批1戎twas conducted dlぽ1ぜ羽rηingt

白

h巴p己Iη'iodf合旨omDecember 2010 tωo  F巴b

匂

rua創1γ 2011. Th巴twelve chickens were  divided into three groups (Cl， Tlラ andT2). The chickens were caged in two勺'pesof cage: one was a standard  wire‑bottomed aluminum cage (95 x 60 x 70 cm)， and the other was a small plastIc cage (68 x48 x 20 cm). 1n the  C 1 group， chick巴nswere caged in standard wire‑bottom巴daluminum cage for 30 min， with 2 chickens per cage and  no transpOIiation. In the Tl g:t・oup，chickens were caged in standard wire‑bottomed alumimun cage and transported  for  30 minラ with2 01'  3 chickens per cage.  In  the  T2 g:tO

叩，

chickens were caged in  small plastic  cage and  transpOIied for 30 minラwith3 chickens per cage. The cages were loaded onto openむucksand transpOIied for・30 min (Tl and T2). The plasma cOIiicosterone (CORT) levels of tr・anspOIiedchickens wer・esig:t1Ificantly higher・than t

llOse of con釘ols(Pく0.05);these results confrrm that acute杖ansportatIonhas a sなongstressful effec t.Under these  conditions， the highest plasma levels  of CORT were found in  the T2 g:t'oup;  however， these values were not  sig:t1Ificant1y different to those of the Tl g:t'oup. West巴m blot analysis of PhosphoSer⁴⁰ tyrosine hydr・oxylaseand  tyrosine hydroxylase in the adrenal gland did not show any significant differences between contr叶 andtranspOIied  chickens. Thus， thes巴resultsindicate that acut巴(30min) transpOIiation stress in chicken induced a significant rise in  plasma CORT， but the two different types of cages had no significant effect on plasma CORT levels in  chicken  duang transpo出 tionat lower (between 4 to 5'C) temperature 

Key words : chicken， cages， transportation s出 ss，cOIiicosterone， tyrosine hydroxylase 

Animal Behaviou1'  and Management， 47 (3):  97・103，2011  (Received 6 May 2011;  Accepted fo1' publication 6 July 2011) 

Introduction 

Transportation of live commercial chickens is  an  inevitable  husbandlY  practice  and  can  be  a fatal  stressor  in  domestic  birds  (Mittchell  et  a .11992;  Terlouw et a .12008ラVoslarovaet al.  2007). Moreoverラ

the types of transpOIiation cages may play r・olein the  ability of the chicken to cope as a homeothenn animal  that encounters environmental changes during transport.  A small cage may result in a reduction of the average  cost of transport per animalラhowev巴r，stocking density  must be considered in tellliS of animal welfare. Crating  causes  an increase in  plasma cOIiicosterone  (CORT)  levels， which is  an indicator of stress  in  both laying  hens and broilers (Beuving & Vonder 1978; Kannan & 

Mench  1996).  The duration  of crating  (Kannan  & 

Mench 1996) and the method of crating (Duncan 1989)  can also influence the stress response. 

The serious  consequences of transport stress  in  poultry also include changes in physiological variables  (in pruiicular， hematological parameters， enzymes and  honnones)， and  pathological  changes  (in  particulru'，  changes in  the  adrenal gland)， which can a能ctthe  welfare  of the  birds  (Gyimothy 2004).  The adrenal  gland  is  known to  be  an  organ  related  to  str・ess responses， and the functions of the adrenal cOIiex ru'e  controlled by activation of the hypothalrunic^側pituitruy‑ adrenal  (HPA)  axis.  The adrenal  cOIiex  secretes  glucocorticoids， such  as  cOliicosterone  (CORT)， in  response to  vぽiousstress  stimuli.  Thus， CORT is  a  good indicatOI・ofsむessresponse intensity， pruiicularly  in its acute phase (McFarlane & Cmiis 1989). Fr・eeman et  al.  (1984) observed an increase  in  plasma CORT  levels resulting from stress in chickens transported fOI・

two hours  and  four  hours.  On the  other  handラ the adrenal  medulla  is  an  important  neuroendocrine 

TRANSPORTATION STRESS IN CHICKEN  component 0王thesympathetic nervous system， and也e

adrenal  medulla  secretes  cathecholamines  such  as  epinephrine and norepinephrine in  response to  stress  (Dalin  et  al.  1993).  In  acute  sむ:ess，the  plasma  concentrations  of  catecholamines  increase  in  birds  (Siegel  1995).  The activity  of tyrosine  hydro

可

lase (TH)，せle rate‑limiting  enzyme  for  catecholamine  biosynthesis (Levitt et  a .11965)， is  highly regulated  through multiple  phosphorylation  sites  (Zigmond et  昌1.1989).Phosphorylation is increased by the activation  of neural circui仕y(Haycock & Haycock 1991; Kumer 

& Vrana  1996).官 邸 activationoccurs  rapidly  and  promotes  incr・eased catecholamin巴 biosynthesis inlmediately  after  stress‑induced  nerve  stimulation.  Until now， no studies have determined whether 01' not  Phospho^・刷Ser⁴⁰tyrosine  hyd1'oxylase  (P‑TH)  can  be  used as an acute stress indicator fo1' chicken. 

Almost  all  previous  studies  have examined the  effects of transportation fo1' long periods and fo1' 耐ge numbers  of  chickens  at  the  same  time， although  sometimes  only  a small  number  of  chickens  are  transp01ted企omone place to加otherovel・ashort time  period. In such cases， usually small cages are used. To  oUl knowledge， howeve 1'，few studies have reported the  effects of different cage types and acute transp01t on  stress  responses in  domestic chicken.  The1'efo1'e， the  present study was Ulldertaken to compare the effects of  two types  of cage and acute  (30  min) transport  on  stress 1'esponses in也edomestic chicken 

Materials and Methods 

The expe1'iment was conducted during the pe1'iod 

合

omDecembe1' 2010 to  February 2011. The ambient  tempera加rerange during the expe1'iments was between 

4釦 d5"C^目

Collection of chickens and management 

Twenty healthy male commercial Rhode Island  Red chickens (Gallus domesticus)， aged approxirnately  five months and weighing 3.0・3.5kg， were used to  conduct the present study. The chickens were obtained  from the  To必gi P1'efectural  Livestock  Experiment  Station， Tochigi， Japan. The chickens were reared in an  environmentally  controlled  1'oom  unde1'  standard  conditions of tempera旬1'eand light.百lee>正pe1'irnental chickens we1'e transferred to wire‑bottomed alU111In滋n cages about 1 month befo1'e the experiments to enable  them to  adapt to th巴newenvironment.  Two or three  chickens were housed in each cage. The chickens were  fed a commercial diet (Nachurarupettofuzu Inc. N註kaiti Hazama S

滋

ω1'a伊wa，Japan)， and water was provided  ad libitum  during  the  p1'e‑experimental  period. All  chickens we1'e cared fo1' acco1'ding to guidelines for the  care and use of experimental animals at  Utsunomiya  University. 

Road transoortation (st1'ess orocedure) 

T1'ansportation  in  the  familiar  cage 01'  in  the  unfamiliar smalle1' ca伊 wasused as  stressors in this  study.  The twelve  chickens  we1'e divided  into  drree  groups (Cl， Tl，  and T2). The chickens were caged in  two types of cage: one was a standard wire欄bottomed alurninum ca伊 (95x 60 x 70 cm) in which bi1'ds were  usually kept， and th巴otherwas a small plastic cage (68  x48 x 20 cm). In the Cl gr・oup，chick巴ns(n = 4) were  kept in their own cages fo1' 30 minラwithtwo chickens  per  cage  and  no 包湖lsp01tation. In  the  T 1 gr.oup，  chickens  (n  5)  wel・et1・ansp01tedfo1'  30  min by  loading their四geon a甘uck，with 2 or 3 chickens pel司

cage (Fig.  1 A). In the T2 group， chickens (n口 3)羽 明.e

Fig.1  A.γ.wo or three chickens were kept in  standard wire‑botiomed aluminum cage (95 x 60 x 70 cm)  and loaded onto an open truck for transportation. In the control session普fourchickens (two animals x  twice) were kept in  the same cages but transportation was not performed. B.γhree chickens were  kept in  a small plastic cage (68 x48 x 20 cm) and loaded onto an open truck for transportation. 

KOBER， AOYAMA， TSUKAHARAAND SUGITA 

caged  in  an  unfamiliar  small  plastic  cage  and  transported for 30 min， with 3 chickens per cage (Fig. 1  B).  In addition， two chickens were caged in  a small  plastic cage for 30 min without transportation to know  whether  small  cage  will  induce  the  remarkable  physiological changes or not， it  was designated as C2  group.  The chickens that were usually kept together・

were  used  for  the  same  experimental  group， and  re‑grouping  was  not  conducted  throughout  the  experiment. Each experiment was conducted separately  during 9:00・9:30.Water and feed were available for ad  libitum consumption during the holding period until the  chickens were caged. The cages were loaded onto an  open truck.  In  the  transport  trial， each  group  was  transported at  an average of 15 kmIh (maximum 40  kmIh) in a truck around the Utsunomiya University. At  the time of transportation， the ambient temperature was  be制reen4 and 5⁰C， and humidity was between 38 and  43%. No food or water was provided for control or 

仕 組spo巾 dchickens during the experimeutal period.  Blood and adrenal gl:and samoling 

Blood  samples  (10  rn1)  were  collected 

会

om control chickens and from仕 組sportedchickens after 30  min of transportation  (9:30).  We had  to  sacrifice  chickens to  collect their  adrenal gland郡 白stas  we  could， because some stimuli before the sacrifice could  a

能

ctthe reaction of the adrenal gland. Therefore we  sampled blood wheu we sacrificed  chickens  by the  exsangnination  (Kaunan  et  a .11997).  In  addition，  exsangnination is  considered humane when performed  bγa trained person (Gr・acey，1986)， and brings about  a1most inunediate unconsciousness due to  diminished  blood supply to the brain. Blood was withdrawn into a  heparinized加beand immediately cooled in  an ice  container.  Heparin was added to  blood samples to  a  final  concentration  of  10  IU/m .1Imm^巴diately af王er blood collection， chickens were decapitated by cervical  dislocation^{ラ 組}dthe entire adrenal glands were sampled，  fi'ozen quickly in liquid nitr・ogen，and stored at

ヴ

OOC until Western blot analysis. The time taken for blood 

初 dadrenal gland sampling from each chicken did not  exceed 2 min. 

Extraction and assav 

Blood samples were centrifuged at  3000 rpm fOl 

10  min at  4⁰ C immediately  afミersampling^ラ andthe  plasma was stored at ̲70^oC until analysis of of plasma  CORT conc巴ntrations.RadioIlunmnoassay was used to  detα"1nine plasma CORT cοncen佐at10nsラ asdescribed  in a previous publication (Aoyama et a .12009). In brief，  50μL of each extracted sample was taken.  As the  antibody against  CORT， FKA‑420 (Cosmo Bio Co.，  Ltd.， Japan) diluted 1:10，000 was used. As the labeled  CORTラ NET‑399(Perkin Elmer・Inc^ぅ Waltham，MA)  adjusted ω10，000 dpl11 per tube was used. 

western blot analvsis 

The al110unt of Phospho‑Ser⁴⁰ tyrosine hydroxy^欄

lase (P^剛TH)and tyrosine hydro

司

rlase(TH) protein was  measured by Western blotting  analysis.  In brief，也B

adrenal  gland 企om individual  chickens  was  homogenized with a pestle in extraction bu能r(20m M   4・(2‑hydroxyethyl)イ‑piperazineethanesulfonic acid，  20m M  ethylene glycol teraactic  acid， 20m M  sodium  fluoride， 20m M  potassium chloride， 20m M  ethylene^欄 diaminetetraacetic  acid， 20m M  beta‑ glycerol‑ phosphoric  acid  disodium salt， 20mM di也10

出

reitol， 20m M  benzamidine  hydrochloride  hydrate， 20m M   sodium  orthovanadate  and  O.lm M  pheny1methyl‑ sulfonyl  fluoride). After  centrifugation (l5，000g， 10  min)， the protein concentr^註tionwas detennined with a  DC protein assay kit (Bio‑Rad， Richmond， CA， USA). 

The extract was boiled with sampling buffer (62.5 m M   hydro喝 破lethyl叙mnom巴thane (Tris)， 12.5% glycer叫，

1.25% sodium lauryl sulfate， 1.25% 2‑l11ercaptoethanol，  and 0.10% bromophenol blue)， and 10 !1g of adrenal  gland  protein  extract  was  separated  by  10% 

SDS‑polyaclylamide  gel  electrophoresis.  Next， the  sample were transferred to  polyvinylidene  difluoride  membrane  (ATTO， Japan)， and the  membrane was  blocked  in  2% bovine  sernm  albumin  (BSA)  in  Trisゐu俄red saline‑Tween  (TBST). All subsequent  washes  were  also  perfonned  in  TBST at  ambient  temperature on a shaker. The blots were incubated with  pnm紅y如 tibody (mouse  anti‑r・at TH monoclonal  antibodies， dilution 1:1000， LS^嗣C 40054， Life  Span  BioScience; and rabbit anti‑bovine Phospho・Ser⁴⁰TH  polyclonal  antibodies， dilution  1:1 000， P 1580‑40，  Colorado BioScience Park) in  1% BSA overnight at  4⁰C. The membrane was washed by TBST and then  incubated  with  secondary  antibody  (TH:  goat  anti‑mouse  IgG  (日+L)‑conjugated to  horseradish  peroxidase， dilution  1: 10000， Bio^帽Rad，USA;  and  Phospho^皿TH:goat叩 lti吐油bitIgG (H+L)‑conjugated to  horseradish  peroxidase， dilution  1: 10000， Bio^幽Rad， USA) for 1 h at roOl11 temperature.地巴rthree washes  with TBST for  10 min^， the l11embrane was incubated  with Enhanced Chemiluminescence^輔Plussolution (GE  Healthcara， USA) and  exposed  to  X^開rayfi1l11  (GE  Healthcara， USA) for 30 seconds. After the film was  sC31medラ theoptical  densities  of the  P^岨THand TH  umnunoblotting bands were l11easured by using Il11ageJ  so会ware. The  ratio  of  P^幽TH and  TH for  each  experimental group was calculated 合omthe values of  these densities. 

Statistical analvsis 

Values 31巴expressedas the l11ean土standarderror  (SE).  One‑way‑ANOVA and Tukey's  test  (Yoshidaラ

1998)明 日 used to  detennine  the  significance  of  differences  among  the  groups.  Differences  were  considered significant if Pく0.05.

Results and Discussion 

Regardless of the type of cage used for transpOlt‑

TRANSPORTATION STRESS IN CHICKEN  tation， the  plasma  CORT levels  of the  transp01ted 

chickens  wer^・esignificantly  higher  than that  of the  conむ叫s(Pく0.05)(Fig. 2). Several studies have shown  that transportatioll stress inα'eases plasma CORT levels  (Freeman et a .11984; Cheng & Jefferson 2008). E1rom  (2000)  and  Scholtyssek  & Ehinger  (1976)  have  demonstrated  the  intensi句1 of the  sむ'ess response，  pruticularly  ill  the  acute  phase  and reported  higher  plasma CORT in chicken. ln addition， Duncan (1989)  reported that chicken that were caged and transported  on a vehicle  for  40 min had higher plasma CORT  concentrations than birds that wer・ecaged and loaded  onto the vehicle but not仕 組sp01t巴d.

The highest levels of plasma CORT were found in  the T2 (10.95土 3.10ng/mL) group; however， these  values were not significrultly di

任

erentfrom those of the  Tl (8.61土1.70ng/mL) group (Fig. 2). Plasma CORT  levels in C 1 groups wer・e0.75土 0.10ng/mL. Plasma  CORT levels oftwo birds in C2 groups were 1.40 ruld  2.30 ng/mL. Although we did not include the results of  C2 group for  statistical  analysis  because there  were  only two birds and the stocking density was diffeI^・ent fi'om that in T2 (two and three birdsラrespectively)，just  being in  a unfamiliar small cage for  30 min did not  seem to have the significant effects on plasma CORT  concentrations in chicken at lower^、(between4 and 5⁰C)  temperature. ln addition， not only the size but also the  type ofth^巴mater・ials(wire net vs plastic) nor the cage  wall (the walls of wire‑net cage wel・eopen but small  plastic cage were not open) did not seem to induce tlle 

15 

JF

ト 均 一 ヘ

ロ

c

10 

ζU 

25

一ト

αC

ハ ﹀

持江町出由一ふ

。

C1  T1  T2  Fig.  2  Plasma corticosterone (CORT) levels  in 

control  chickens  and  chickens  exposed  to  transpoはationstress (30 min). C1， chickens (n 

= 

4;  two birds x twice) were caged in  normal  wireやottomed aluminum  cages for  30  min，  with  no transpoはation; T1， chickens (n = 5;  two or  three  birds  at  the  same time)  were  caged  in  standard  wire‑bottomed  aluminum  cages  and  transported  for  30  min;  T2，  chickens (n 

= 

3) were caged in  small plastic  cages and transported for 30 min. Bars show  average values. a，なb:Data with different leUers  differ  significantly  (One ^凶way.^{剛開欄剛欄剛}

. A

Tukくey'stes

試

t，P < 0.05). 

remarkable  changes  in  plasma CORT levels.  These  findings corroborate the results ofKannan et a .1(1997)，  who rep01ted no significant difference in plasma CORT  levels among broilers that were kept ill cages for 0， 1，2，  3， or 4 h prior to processing but were not transported.  In rulother study， Be叩uv

札

n

略

1

喝

g(1980)ぬ0bs^悶eれrve

吋

da^組nlllCαr^邑偲as^問巴 in plasma CORT in laying h巴nsover 7 h of crat

ロ

un

喝

g， alt也hough註白1巴c

∞

oncent杖ra託tiぬonswere fおiruねr

ぢ

cons坑ta創ntduring  the fir^路st4 h of crating. On the other hand， Kannan & 

Mench (1996) observed that hens caged (86 x 56 x 23  cm， 9 birds/cage) for 4 h after handling had increas巴d CORT concentrations;  however， those  birds  were  subjected to between 8 and 10 h of fasting before they  were handled and caged 

The chrulges in the tllermal microclimate to which  birds  are  exposed  in  the  tr^組 sport were  found  to  represel1t one of the importal1t sources of transp01tation  stress  (Mitchell  et  a .11992).  Kataria  et  a .1(2008)  rep01t巴dthat  serum CORT， increased significantly in  broiler  chickens  at  high  runbient  temperatures  (42・45⁰C).Similarly， Yunianto  et  a.1(1997)  reported  that environm巴nttemperature acts as stressors and bodl  high and low ambient temperature increased plasma  CORT concentrations  in  chicken.  It  a1so  may be  point^巴dout that present experiment was conducted in  winter. If the experiment will be conducted in summer，  the results could be diぽerent.The stocking density of  birds in this  study was not the perfectly same among  the experiments because the number of bu'ds in some  group was two but  others 佐官ee. We had failed  to  compare  the  effects  of the  difference  in  stocking  density， especially  in  non‑transp01ted  control  group.  However， there  was  no  remru'kab1e  difference  in  plasma CORT levels between the chickens stocked in  different density (two vs three birds at the srune time)  in  T1 group. Although we may have to  exrunine the  e自己cts of  stocking  densityラ especially  in  non^剛transportedcontrol group， in  the  futm・estudy， it  was obvious that transp01tation increase plasma CORT  level^児mru"kablyand the  type  of tlle  cage  did  not  seemed to affect its extent 

The adrenal cortex is  not dle only area associated  with the  stress  response.  Catecholamines， which ru"e  produced in the adrenal medulla， also contribute to the  stress response in birds. To dle best of our knowledge，  thi 

KOBER

， 

AOYAMA

， 

TSUKAHARAAND SUGITA 

A 

4← P‑TH 

4恥 一 TH

B 

ol  2.5  .c 

.... 

日

。

.0 

。

2 

c 

コ

1.5 

ε  ε 

:と ト

、、、

ヱト 0..  0.5 

WO ‑

。

日郎

Eと O 

C1  T1  T2  Fig.  3 A. Immunoreactive expression  of  PωTH 

and  TH  in  the  adrenal  gland  of  control  chickens  and  chickens  exposed  to  trans‑ po

尚

tion stress  (30  min)  by  Western  blot  analysis.  B.  The  amount  of  P‑TH  was  determined by Western blot analysis of control  chickens  and  chickens  exposed  to  trans‑ poバationstress (30 min).  Protein bands were  quantified by optical density and the changes  are represented in  the graph. The amount of  P‑TH is  expressed as a ratio in  the P‑TH/TH  immunoblotting  bands.  See the  legend  of  Fig.2 for the abbreviation of groups. 

min.  Since  we challenged  only  one  transportation  period  (30  min)  and only  one  phosphorylation  site  (Se1'40)，おrthersれldiesare needed to  clarif

シ

whethe1'

the amount of P‑TH c加 bea貸 出edby transportation  in chicken 01' not， but the 30 min transportation no1' to  be in unfamiliar small cages did not seemed to induce  the ^1'ema^1'kable activ引ionof the sympathetic nervous  system at cold climatic condition. 

From these findings it  can be concluded that 30  min of acute transpOliation activated the HPA axis， and  the type of the cage had no remarkable effects on it， at  cold climatic condition 

References 

Aoyama M， Maejima Y， Suzuki T， Iigo M， Sugita S 

2009. Androgen supp1'esses  corticotropin‑induced  inc^1'ease in plasma cortisol level but enhances the  increase in plasma aldosterone level in goats. The  Journal  of

陪

terin01yαndMedical Science  71，  281‑285. 

Beuving G 1980.  Corticosteroids in  laying hens， in:  Moss， R. (Ed.)百lelaying hen and its environment，  pp.65・82.M

制 問

lSNijhoff， The Hague， Boston &.  London. 

Beuving G ， ¥ゐnde1'GMA. 1978.  E質的tsof stressing  facto1's on corticoste1'one levels  in  the  plasma of  laying  hens.  General  and  Comparative  Endocrinology  35，153‑159. 

Cheng H W， Jefferson L. 2008. Diffe1'ent behavioral and  physiological 1'esponses  in何 10genetic  lines  of  laying hens afte^1' transportation. PoullJy Science 87，  885‑892. 

Dalin A M， Magnusson U， Haggendal J， Nybe^1'g L  1993. The effect of transport油 田son plasma level  of catecholamines， cortisol， cOliicosteroid‑binding  globulin， blood  cell  count， and  lymphocyte  proliferation in pigs. Acta

陪

terinariaScandinavica  34

，

59‑68. 

Duncan IJH. 1989. The ass巴ssmentof welfare during  the  handling  and  transport  of  broile1's.  Pages  93‑107  in:  P1'oceedings  of  the  31'd European  Symposium on Poultry Welfare. 1. M. Faure and A  D. Mills， ed.  World's Pouluy Science Association，  Tours， F^1'ance. 

Elrom K.  2000.  Handling  and  transpoliation  of  chickens; welfare， su'ess， fear and m巴atquality: Part  V: T1'ansport to the slaughterhouse. lsrael Journal  of

陀

terinaryMedicine 56，ト3.

F1'eeman BM， Kettlewell PJ， Mauning AC， Berry PS.  1984.  Stress  ofむansportation for  chickens 

陪terinaryRecord 114，286^幽287

Gracey J F. 1986. Humane slaughter， in: Meat hygiene，  pp.129・152.Bailliere Tindall， East Sussex， UK.  Gyimothy 1. 2004. Stress factors and sむ'ess1'esponses ll1 

poultry breeding. Litera加rereview. Mα

幻 ノ

Allatorv La

仰

'a126，101・106^司

Haycock  JW， Haycock  DA.  1991.  Tyrosine  hydroxylase  in  1'at  b1'ain  dopamine1'gic  nerve  tenninals. Multiple‑site phosphorylation in vivo and  in  synaptosomes.  The  JOUl・nal ofβiological  Chemist

l ' }

ノ266ラ5650‑5657.

Kannan G， Heath JL， Wabeck CJ， Souza MCP， Howe  JC， Mench JA.1997. Effects of crating andむ 加spOli on  stress  and  meat  quality  cha1'acteristics  in  chickens. Poultry Science 76， 523^綱529.

Kamlan G， Mench JA.1996.  IIぜluence of di白rent handling methods and crating periods  on plasma  cOliicosterone  levels  in  broile1's.  British  Poultry  Science 37. 21‑31. 

Kataria N， Kataria AK， Galuot AK. 2008. Ambient  tempe1'ature  associated  variations  in  serum  honnones  and  interrelated  analytes 

TRANSPORTκfION STRESS IN CHICKEN 

Knowles PJ， Douglas SA， Bunn SJ. 201l. Nicotinic  stimulation of catecholamine s

戸

lthesisand守rosme hydroxylase  phosphorylation  in  cervine  adrenal  medullary  chromaffm  cells.  Journal  of  Neuroendocr・inology23，224・231.

Kllmer  SC， Vrana KE.1996.  Intricate  regulation  of  tyrosine hydroxylase activity and gene expression.  JournalofNew・'Oendocrinology67

， 

443・462 Levi伐M，Spector S， Sjoerdsma A， Uden企iendS.  1965. 

Elllciation  of  the  rate  luniting  step  in  norepinephrine biosynthesis in the perf元lsedguinea  pig  heart.  Journal  of  Phαrmacology  and  Experimental Therapeutics 148， 1・7.

McFarlane JM， Curtis SE.  1989. Multiple concurrent  stressors  in  chicks.  3.  Effect  on  plasma  corticosterone and the heterophil:lymphocyte ratio.  Poultry Science 68

， 

522^剛527

Mittchell  M A， Kettlewell  PJ， Maxwell  MH.  1992.  Indicators  of  physiological  stress  in  chicken  chickens during road transportation. Animal

恥

lfare 1，91‑103 

Scholtyssek S， Ehinger F. 1976. Transporteinflusse auf  broiler und deren sch1achtkorper. Arch G祈Ugelkd 40.27‑35. 

Siegel HS. 1995. Stress， strains and resistance. British 

Poultry Science， 36， 3^綱22

Terlouw E

恥

1C，Amould C， Auperin B， Be111  C， Le  Bihan心uvalE， Deiss V ， Lefevre F， Lensink BJ，  MOllnier L. 2008. Pre‑slallghter conditions， animal  stress  and  welfare:  current  status  and  possible 

和初reresearch. Animal2， 1501・1517

Voslarova E， Janackova B， Vitula F， Kozak A， Vecerek  V.  2007.  Effects  of transport  distance  and  the  season of the year on death rates among hens and  roosters in transport to poul句rprocessing plants in  the Czech Repllblic in the period from 1997 to 2004. 

防犯

rmαryMedicine ‑Czech  52， 262^圃266.

Yoshida M. 1998. Design of Experiments for Animal  Hllsbandry. 8^th ed.Yokendo， Tokyo. 

Yunianto  BVD， Hayashi K， Kaneda S， Ohtuska A，  Tonuta  Y  1997.  Effect  of  environmental  temperaれrreon muscle protein turnover and heat  production  in  tubeイ'ed broiler  chickens. British  Jour・nalofM附'ition77， 897・909

Zigmond RE， Schwarzschild  M A， Rittenhouse  AR. 

1989. Acute regulation of tyrosine hydroxylase by  nerve  activity  and  by  neurotransuutters  via  phosph01ylation. Annual Review of Neuroscience 

12，415‑461. 

KOBER， AOYAMA， TSUKAHARAAND SUGITA 

急性輸送ストレスがニワトリ ( 6 a / / u s domesticu~ の副腎における寂応に及ぼす影響

A.K M.H11InayllIIKOBER1へ 青 山 真 人 塚 原 直 樹iぺ 杉 田 昭 栄 1* l宇都宮大学農学部生物生産科学科，宇都宮市 32ト8505

2東京農工大学大学院連合農学研究科，府中市 183‑8509

3宇都宮大学オプティクス教育研究センター，宇都宮市 321・8585

要 約

トラック輸送およびその際に使用する運搬用ケージのタイプが、ニワトジ (Gallusdomesticus)の 副腎に及ぼす生理学的および生化学的影響について検討した。 2010年 12月から翌年 2月の問、 12

~~の成オスニワトりを、 Cl 、Tlおよび T2 の 3 つの実験芭に分けた。 Cl 誌においては、通常飼育に

用いていたのと同じ金鰐ケージ (95^x60^x70cm)にニワトリを 2羽入れ、輸送を施さなかった。Tl 区においては、前述した通常飼育用の金網ケージをトラックの荷台に積載し、 2"‑'3羽を問時に 30分 間輸送した。T2区では現場でニワトリの輸送の際に用いている小型のプロラスチックケージ(68^x48^x20 cm)に3羽を入れ、 30分間輸送した。輸送終了直後の血中コノレチコステロン (CORT)濃度をラジ オイムノアッセイで、高JI腎組織中のチロシン水酸化酵素 (TH)およびリン首会化 THの発現量をウエ スタンプロット法で測定した。その結果、ケージのタイプに関わらず、輪送をした区(Tl， T2区) はC1区と比較して血中 CORT濃度が有意に高く (p< 0.05)、輸送がニワトリにとってストレスとな ることが示唆された。 T2区の血中 CORT濃度はTlのそれと比較して若干高かったが、Tlと T2匿 の関に有意差はなかった。 THの発現輩に対するリン産変化THの発現量の割合は、 3つの実験区いず れの間にも存意差はみられなかった。これらの結果より、 30分間の輪送はニワトリにとってストレ スとなるが、小型ケージに収納されて輪

i

まされることは、少なくとも冷涼な気候下で30分開であれ ばストレスとはならないことが示唆された。

キーワード:ニワトリ、ケージ、輸送ストレス、コノレチコステロン、チロシン水酸化欝棄

Animal Behaviour and Management， 47 (3): 97‑103，2011  (2011.  5.  6受付;2011.  7.  6受理)