2018年度 実験補遺（ＰＤＦ) 基礎生命科学実験・生命科学実験（東京大学 教養学部）お知らせ一覧

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実験補遺（基礎生命科学実験、生命科学実験）

平成

30

年

4

月（

S1

・

S2

ターム用）

「基礎生命科学実験」

S1

ターム（理科・文科）

「生命科学実験」

S2

ターム（理科）

1

．一般的な注意事項

［グループ分けと日程］

基礎生命科学実験は2つのグループに分かれておこなう。実施日程、各グループの実験種目ローテー

ションと部屋割りは、21 KOMCEE EAST 3階 ホワイトボードとウェブサイト

（http://lecture.ecc.u-tokyo.ac.jp/~cbioexp/）に4月1日頃公示する。また、S1タームのグル

ープ分け（部屋割り）名簿は21 KOMCEE EAST3階生命科学実験室前ホワイトボードに実習開始日

に掲示するので、早めに来て確認しておくこと。なお、入学式（4月12日）と五月祭準備日（5月 18日）には授業を行わない。H30年度はS1タームの5月1日2日28日29日30日、S2ターム

の7月18日～24日は休講となる。さらに、7月16日および17日は補講日であり授業を行わない。

また5月29日（火）および30日（水）はそれぞれ金曜と木曜の振替授業日であるがすでに記載し

たとおりこの日は休講とする。

［文科の履修希望学生］

4 月 5 日～11 日の履修希望曜日にガイダンス及び実習に必ず出席して受講希望の旨を教員に申し出、

履修希望カードを基礎生命科学実習の教員・スタッフに提出すること。これに加え、受講に際しては 教務課に履修認定カードを提出する必要がある。

［ガイダンス］

第1回目の授業に、最初の20−30分間を使って本実習の概要ガイダンスをおこなう。自分の教室

（21KOMCEE EAST 3階の生命科学実験室1か3のいずれかである）を実験室前に掲示した名簿で

確認しておくこと。またガイダンスの後、直ちに実験をおこなうので、実習種目「実験3．顕微鏡の

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［用意するもの］

教科書「基礎生命科学実験 第 2 版 東京大学出版会（初版を間違えて購入しないように）」、基礎

生命科学実験補遺（本プリント）、生物実験用レポート用紙（A5 版氏名欄入りケント紙（生協で購

入可能）、実験1～実験16で使用）、レポート用紙（A4版、実験17で使用）、白衣を用意するこ

と。「実験1．DNAと形質発現」の時には、白衣を着用すること。その他の実習中の服装は個人の判

断に任せるが、ホルマリン、色素を用いる実験では白衣を着用することが望ましい。手袋は、安全上 手袋の必要な実験1と実験2に関してはこちらで用意するが、その他の実習（解剖等）で必要な者は、

実験用の薄手のゴム手袋を各自用意の上持参すること（生協で入手可）。

［実験の開始と終了］

13：00に実験を開始する。最初に実験に関する説明と注意をするので、遅刻は厳禁である。

13：30以降の遅刻は欠席扱いとする。実験終了後は、後片づけをして速やかに退室すること。

実験は 3、4 限で終えられるように設定されている。必ずその間に実験を終えること。4 限終了時点

（16時40分）でレポートが完成していない場合はその状態で評価を行う。

［成績評価など］



成績は、出席、実習態度、後片づけ、レポート（「3．レポートについて」を参照）で評価する。出 席しているだけでは合格に達しない場合があるので、実験に真摯に取り組むこと。



欠席・遅刻：原則として、欠席した種目は評価されない。遅刻は減点対象。



ただし、病欠、事故、忌引の場合、補充実験等の措置をとり、この限りでない。そのためには、欠 席日から 1 週間以内に欠席理由を証明するもの（診断書など）を提出し、担当教員の指示を仰ぐこ

と。期限までに申告がなかった場合には上記の措置はあり得ない。また、原則として他科目の追試、 部活動はこの措置の対象とならない。



早退：実験中に 30 分以上の無断退室は減点対象。また、早退は欠席扱いとなる。体調不良などで

早退する場合は、必ず実験担当教員に申告し、補充実験を希望する場合は早めに手続きをすること。

 後片づけ・実習態度：後片づけや実験への取組み態度は評価対象である。

 レポート：毎回提出するレポートは定期試験と同等の意味を持つため、不正行為には厳正に対処す る。カンニングと同等に扱われる場合もあるので注意すること。



予習：必ず自分が受講する種目を、補遺末巻に記載された実験概要および教科書と DVD 教材で予

3

［生命科学実験室使用上の注意］



実験室内では飲食厳禁である。21 KOMCEE EASTは全面禁煙。



実験中出る廃棄物は教員の指示に従い、決められた場所に廃棄する。その他のごみは実験室外のご み箱に分別して捨てること。

［履修に関する注意］



同時に 2 つの基礎実験(基礎生命科学実験と基礎物理学・化学実験)を履修することは認められない。



基礎生命科学実験は、2S1 タームのみの開講であり、理科生は、この単位をとらないと留年が決定

してしまうので注意すること。

基礎生命科学実験に関する問い合わせは、生命科学教員控室 または、

cbioexp+21@lecture.ecc.u-tokyo.ac.jp まで。

2

．毎回の実験作業に関する注意

［実験廃棄物］

生命科学実験では、生物材料、割れたカバーガラス等のガラスゴミ、カミソリ、マイクロピペットの チップ、マイクロチューブ、チューブ、ビニール手袋など様々な廃棄物が出る。これらは分別して回 収し、事業系一般廃棄物（可燃ごみ）、産業廃棄物（不燃ごみ）、プラスチックリサイクルごみ（滅 菌・洗浄後、高炉燃料リサイクルされる）、感染性（疑似感染性）廃棄物等として処理される。よっ て、実験で出る廃棄物は担当教員の指示に従い、指定された容器に捨てること。万が一可燃物中に割 れたガラスやメスなどの危険物が混入していた場合、東京大学全体のゴミの引き取りが都により拒否 される可能性もある。実験中の廃棄物の扱いは慎重におこなってほしい。

［禁止事項］

実験の安全（次項参照）と授業の進行上，以下の内容は禁止している。

 サンダルで実験室に出入りすること

 大声で私語をすること

 実験室内での飲食  トランプなどのゲーム類



音楽などを聴くこと、電話での通話、メール、ライン等の使用

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[実験中の安全面、健康面に関する注意]

 実験は、教員の指示に従えば最大限安全におこなえるように計画されている。実習中の担当教員の 指示には必ず従うこと。

 実験中は安全面に留意すること。特に危険性のある試薬を用いる場合は、白衣（各自持参）やビニ ール手袋（こちらで準備する）を着用し、慎重にとり扱うこと。試薬が皮膚や目についたり、ガラ スで負傷したときには、直ちに大量の水で洗い流す一方、近くの人が担当教員に知らせること。緊 急時には、実験室の外に設置されている緊急シャワーを使用すること（下記見取り図参照）。

 顕微鏡を用いた実習では、長時間連続して顕微鏡で観察し続けると、目が疲労したり気分が悪くな ったりすることがある。そのような場合、体調をベストな状態に維持する意味で、途中区切りのよ いところで 10 分程度の休憩をとるとよい。また、椅子の高さは調節できるが、より高い椅子を希

望する場合は申し出ること。

 実験中、体調不良になったり、ケガをした場合は担当教員にすみやかに申し出ること。

 実験材料には最大限安全なものを選んでいるが、万が一アレルギーなどでかぶれたりした場合は教 員に申し出ること。また、あらかじめアレルギーが出るとわかっている者は、実習の前に申し出る こと。材料を変えるなど対応が可能な場合もある。

 火災、地震などの非常事態により21 KOMCEE EAST内が危険な状態に陥った際には、館内に緊急

放送が流れる。担当教員の指示に従い避難すること。避難口は実験室を出て左右方向 2 か所ある。

また、消火器は各実験室に1か所、実験室外に5か所（計9か所）、消火栓・緊急シャワーは実験

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[実験の後かたづけ]

 実験終了後、椅子を元に戻し、机上の消しゴムのカスやゴミをすて整頓をし、次に使う者が気持ち よく臨めるよう配慮する。

 顕微鏡は本体、部品をよく点検し、レンズ以外の汚れはキムワイプでよく拭いてからそれぞれの実 験机下収納庫に収納する。レンズが汚れていたら担当教員に申し出て洗浄してもらう。実長測定用 紙を顕微鏡と一緒にしまうのを忘れないこと。顕微鏡は必ず両手を使ってもち、落とさないように 慎重に運ぶこと。



スライドガラス、カバーガラスは純水でよく洗浄し各テーブルにあるプラスチックケースに収める。



使用したガラス器具、プラスチック器具類は水道水でよく洗ったのち純水ですすぎ、教員に指定さ

れた場所に収納する。



マイクロピペットは水洗できない。汚れはキムワイプでよく拭っておく。なお、キムワイプは特殊 な材質の紙であり、高価なため節約して使うこと。

 万が一、スライドガラス、顕微鏡などの実験器具・実験機器を破損した場合は、必ず担当の教員に 申し出ること。

 毎年、白衣や教科書などを置き忘れて帰る者が必ずいる（持ち物には記名をした方がよい）。忘れ 物のないことを確認してから実験室を退出すること。届け出のあった忘れ物は、実習期間中は生命 科学教員控室に保管するが、貴重品等に関しては、1～2 日中に学生支援課学生支援係（アドミニ棟 1階8番窓口）へ移管する。

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．レポートについて

［提出］

実験した内容は、生物実験レポート用紙にまとめて提出する。提出期限を過ぎたレポートは受けつけ ないので注意すること。



提出期限：当日の 4限終了まで（16 時 40 分）（ただし、「実験 ₁．_DNA と形質発現−大腸菌の

生育とPCR 法による遺伝子の増幅」については、2 回に分けて実習を行うため、2 回目に提出する。

また、「実験17．骨格筋の力学的性質」については担当教員の指示に従い提出する）

4 限終了までにレポートを書き終えられるか不安な場合は、教科書および補遺末巻の実験概要を予

習した上で事前に実習の「目的」および「方法」を記入しておいても良い。ただし、実際の材料・ 手法と差異が生じた場合は、必ずレポート提出時に適宜加筆・修正すること。

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［返却］

レポートは種目ごとにその実習期間が全て終了した時点で返却する。基礎生命科学実験・生命科学実 験の授業期間中に返却できなかったレポートは、後日返却する予定である。返却の日時と場所は、21

KOMCEE EAST1階ホワイトボード及びウェブサイトに掲示するので、注意すること。

［レポートの書き方］

実験1～実験16のレポートを書くときの注意点は以下の通りである。



レポートの全ページ右下に月日、曜日、科類、班、

座席番号、氏名を記入すること（万が一レポート がバラバラになった場合に誰のものか分からなく なることを防ぐため）。レポートに必要な項目は、 実験タイトル、目的、方法、結果、考察などであ る。レポートは、主題について受講者がどれだけ 理解しているかを示すものである。大部分の実習 種目では、スケッチによる表現が最も説得力があ る。そのため、第三者が見ても分かりやすいよう な描写を心掛けること。また、スケッチは写真で はないので、標本の原型に忠実に、基本的には点 と線で描写し、陰影などは必要に応じて加えるこ と。絵の上手下手ではなく、丁寧な描写を心掛け ること。彩色する必要はない。細部が描写できる よう、なるべく大きく描くこと。図で描ききれな い部分は、説明などを記述すること。描線は、先 を尖らせた H もしくは2H の鉛筆を用いるときれ

いに描きやすいので、是非使ってほしい。



スケッチは観察しながら描くことが大切である。観察しながら描いたものをレポートとすること。 改めて清書したスケッチは、観察結果のレポートとしては望ましいものではない。

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4

．実験内容に関する注意

補遺末巻の実験概要、教科書および DVD に目を通し、予習をしてから実験に臨むこと。実際の実験

ではさらに細かい変更や指示があるので、実験の手順と背景をよく理解するような予習をこころがけ てほしい。

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．実験

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．骨格筋の力学的性質

注意事項

1. Webサイトについて

受講者は、あらかじめ下記のURLに掲載されている内容を確認しておくこと。 http://idaten.c.u-tokyo.ac.jp/kiso/index.html

以下に述べる情報は全てこのURLにも掲載される。

2. 実験実施場所について

実験を実施する教室は21 KOMCEE East 3階の身体運動実験室である。

3. 課題について

上記の URL には、pdf ファイルがアップロードされている（assignment.pdf）。レポートには、必

ずこの pdf ファイルをA4 サイズで印刷（両面印刷でもよい）し、課題を解いたものを「考察」とし

て添付すること（下記の“レポートについて”を参照）。特に 1 ページ目にある予習課題については、

あらかじめ解いた上でその用紙を教室に持参し、教員から検印を受けること。検印のないレポートも 提出は可能であるが、若干の減点対象となる。

4. 実験について

以下の項目について、データの取得・解析、考察を必須とする：1）肘関節角度を50 度から150 度

までの範囲で変え、それぞれの関節角度における等尺性収縮張力（肘関節回転力）を測定する。測定 結果から、肘関節角度－張力関係および肘屈筋の長さ－張力関係を導く。2）等尺性最大張力以下の

さまざまな大きさの負荷をかけて等張性収縮をおこなった時の、それぞれの負荷での肘関節屈曲角速 度を測定する。測定結果から肘屈筋の力－速度関係を求め、最大短縮速度を導く。3）1 および 2 の

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5. レポートについて

レポートにはA4サイズの用紙を使用すること。構成は以下の通りとする。 A）目的、方法、結果、考察の順に書くこと。各項には必ず本文を記載すること。

B）「目的」目的のない実験はあり得ない。本実験によって何をどこまで明らかにしようとするのか

を自分の言葉で書くこと。また、目的を明確にするために理論的背景を自分の言葉で書くこと。

C）「方法」自分が実際におこなった実験方法の要点を簡潔にまとめて書くこと。テキストの丸写し

は減点対象とする。なおこの項は、自分がおこなったことであるためすべて過去形で記述すること。

D）「結果」生データのみでなく、取得したデータを解析および整理した図表をこの項で示すこと。

図表が何を示すものであるか、図表から何がわかるかについて記すこと（下記の“図表”を参照）。 E）「考察」実験レポートには実験結果に関する考察が必要である。この実験においては、上述した 6つの課題を考察に代えることとする。

F）「図表」図と表にはそれぞれ通し番号をつけること（図は下に、表は上に）。図の縦軸と横軸に

は目盛りと単位を必ずつけること。表の場合も必ず単位をつけること。

G）「その他」文献値や先行研究の結果を引用した場合は必ず出典を明記すること。意見・感想があ

る場合はレポートの最後に簡潔に記載すること。

レポートの提出〆切は実験実施日の一週間後の午後1時とする。 提出場所は9号館1F玄関右のレポ

ートボックスとする。実験日ごとに投函するボックスが異なるので注意すること。

6. その他

教科書付属のDVDには実験17の内容は収録されていないので、予習としては教科書p163～177の

内容をよく読んでおくこと。ただし、教科書p170～173の「(2)コンピュータを用いたデータ処理」

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6.

スケッチについて

本実習では顕微鏡観察等の結果を記録するためにスケッチを行う。スケッチを行うためには詳細な観 察が必要となるため、スケッチする過程で初めて気づくことも多いだろう。観察物を記録するための スケッチは美術的なものとは異なるため、以下の内容に留意すること。

1. 大きく、丁寧に描く

特に指定がない限り、観察物を用紙いっぱいに大きく描く。丁寧に描くことを心がけ、輪郭 線がきれいにつながるように気をつける。

2. 線と点で描く

輪郭線はフリーハンドの1本線で描く。鉛筆またはシャープペンシルを用い、色鉛筆やボー

ルペンなどは用いない。濃淡を表す場合は、塗りつぶしたり斜線を用いたりせず、点描を用 いる。陰影はつけない。

3. 名称などを書き込む

各部分の名称は引き出し線を使用して、なるべく多く書き込むこと。スケッチで表現しにく い部分や、気づいたことは、言葉による説明を書き込む。

4. 実物に忠実に描く

観察物の部分ごとの大きさやその比率、形は正確に描く。見えていないものを想像で描かな いこと。同様の構造が繰り返される場合は、一部を詳しく描き、ほかも同様であることがわ かるようにして省略してもよい。

5. スケールバーによって大きさを示す

［実験３］

顕微鏡の操作と細胞の観察

材料  

オオカナダモ（Egeria densa）

目的

・顕微鏡の正しい取り扱い方をマスターする。 ・実長測定をおこない、顕微鏡で観察しているものの

大きさを測定できるようにする。

・オオカナダモの葉を顕微鏡で観察し、細胞の基本的 な構造を理解する。

・オオカナダモの細胞における原形質流動を観察する。

実験

 Ａ．顕微鏡の操作と実長測定  Ｂ．オオカナダモの細胞の観察

【注意】

顕微鏡は教科書・DVD・教員の指示に従って 正しく丁寧に取り扱うこと

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準備

・各机の下に収納されている顕微鏡を取り出す。 ・教卓上の対物ミクロメーターを持っていく。

手順

① 顕微鏡の電源を入れ、ステージに対物ミクロメーターを セットして観察する。

② 両眼で観察することができるように各所を調整する。 ③ 対物ミクロメーターと接眼ミクロメーターを使用して

実長測定を行う。実長測定は全ての対物レンズで行う。 ④ 実長測定の結果を顕微鏡番号札の裏にある実長測定用紙 に記入する。レポートにも見やすい表としてまとめる。

【顕微鏡操作のポイント】

・接眼鏡筒の幅・・・両眼で接眼レンズを覗くことが できるように幅を調整する。 ・視度調整・・・接眼レンズ根元の視度調整環を回し、

左右の見え具合を揃える。

・両眼視・・・左右の視野を意識的に重ね合わせる必要 がある。

・レボルバ・・・対物レンズの倍率を変える際には必ず レボルバを回すこと。

実験Ａ 

顕微鏡の操作と実長測定

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準備

・教卓上のオオカナダモを容器に入れて運ぶ（班で1本）。 ・教卓上のストップウォッチを持っていく（1人1つ）。

操作 

① オオカナダモの葉をピンセットで取り、スライドガラス にのせる。葉の裏表を確認しておくこと。

② スポイトで水道水を一滴落としカバーガラスをかける。 余分な水はキムワイプで吸い取る。

③ 異なる２カ所（ 葉の表 vs 裏、葉の先端 vs 基部、若い葉 vs 古い葉、等）を観察し、それぞれの典型的な細胞を １つずつ大きくスケッチする。

④ 葉緑体が移動する時間を測定し、実長測定の結果を踏ま えて原形質流動の速度を算出する。

【注意点・ポイント】

・１カ所の細胞をスケッチしたら教員またはＴＡに見せ、 検印をもらうこと。検印がない場合は大きく減点する！ ・レポートにはそれぞれがどの部位の細胞なのかをわかり

やすく記述すること。

・乾燥してきたらスポイトで水を補充する。

・観察を中断するときは調光ダイヤルを最少値にし、電源 を切る。

実験Ｂ オオカナダモの細胞の観察

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タイトル 「顕微鏡の操作と細胞の観察」

目的 教科書等を参考にして簡潔にまとめる

材料 和名：オオカナダモ 学名：Egeria densa

※手書きでは Egeria densa と書く 方法 プレパラート作成法を簡潔に書く

結果

 実験Ａ □ 実長測定の結果を見やすい表にまとめる。  単位を忘れずに記入すること。

 実験Ｂ □ オオカナダモの２カ所の細胞をスケッチする。 □ それぞれがどの部位の細胞なのか記載した上で ２つの細胞にどのような違いがあるのかを記述 すること。

□ 各部の名称および観察して気づいた事柄を余白 に記入する。名称の記入には引き出し線を使用 すること。

□ 実長測定の結果に基づきスケールバーを記入す る。スケールバーの長さは、50μm、100μm のように切りのよい値にすること。

□ 原形質流動の速度および方向を記入する。

考察

 実験Ｂで見出した細胞の差異について、その原因・理由・  意義などを考えて記述する。

レポートについて

スライドガラス カバーガラス ① 水道水で洗う

② 洗瓶の蒸留水ですすぐ

③ 各自の実験机の専用ケースへ戻す

※ 破損した場合には教員に申し出て補充すること。 対物ミクロメーター ストップウォッチ

・ 教卓上の所定の位置に戻す 使用済みのオオカナダモ ① 教卓上の回収容器に入れる

② 各自の容器は水道水で洗い、実験机上に置く。 実長測定用紙

・ 顕微鏡の番号札ケースに入れる。

・ 今後も使用するので紛失しないように注意する。 ゴミ

・ 分別して実験室外のゴミ箱に捨てる。 顕微鏡

① 対物レンズを4倍にする

② 調光ダイヤルを最少値にしてから電源を切る ③ ステージを奥に向けて机の下にしまう

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［実験５］

単細胞生物の構造と細胞小器官の機能

―― ゾウリムシの観察 ――

観察材料 ゾウリムシ（

）

目的

ゾウリムシの細胞構造を詳しく観察し

細胞小器官の特徴と機能を理解する。

実験

収縮胞の収縮頻度の測定を行う。

試薬類

白 蒸留水

ゾウリムシ 塩化ニッケル 0.2 M ソルビトール 0.2 M 塩化ナトリウム

班によってどちらか 一方を使用する オレンジ

黄色 緑色 ラベル

無印

内容 注意事項

試薬の混入が起こらないように、試験管、

ピペット、チップの取り扱いに注意すること

1

1.5mL チューブ内で

 ゾウリムシ 0.5 mL と塩化ニッケル水溶液 0.5 mL を混合

チューブを立てた状態で 5 分間静置

沈んだゾウリムシ上澄み液

チューブを立てた状態で 5 分間静置

完成（0.2 mL の塩化ニッケル処理済みゾウリムシ） + 蒸留水 1.0 mL

① 

実験 収縮胞の収縮頻度の測定

ゾウリムシの塩化ニッケル処理

上澄み液 0.9 mL を除去

※できるだけゾウリムシを吸わないように注意

上澄み液 0.9 mL を除去

※できるだけゾウリムシを吸わないように注意

2

0 25 50 100 200

ⅰ．５本の 1.5mL チューブを用意し、0、25、50、100、200 と書く。 ⅱ．「200」以外のチューブに蒸留水を 50μL ずつ分注する。

ⅲ．「200」には 0.2 M 塩化ナトリウムまたはソルビトールを 100μL    量り取る。

ⅳ．「200」から 50μL 取り、「100」に加えて数回ピペッティングする。    この操作によって 100 mM 水溶液が 100μL できる。

ⅴ．以下、25 mM まで同様に調製する。

蒸留水

50μL 蒸留水 50μL 蒸留水 50μL 蒸留水 50μL

50μL 50μL

50μL

0.2 M 水溶液 100μL ② 

③ ５本の0.5mLチューブに0、12.5、25、50、100と書き、 それぞれに0、25、50、100、200 mM の水溶液を 20μLずつ分注する 。

④ ①をタッピングしてゾウリムシを均等に分散させてから

20 μL ずつ③に加える 。

実験 収縮胞の収縮頻度の測定

塩化ナトリウムまたはソルビトールの希釈系列を調製。

3

収縮胞の収縮周期

拡張期 収縮胞

放射状水管

収縮期

注意点・ポイント

⑤ ④をタッピングしてゾウリムシを均等に分散させてから

5μL をリングシール付スライドガラスに滴下し カバーガラスをかけて観察する。

⑥ 収縮胞の収縮周期（拡張期＋収縮期）を測定する。

  １つの濃度について３個体の測定※_{を行い 、}

  １分間あたりの収縮頻度の平均値を算出する。

※２分以上観察しても収縮しない場合には、

収縮周期「120秒以上」、収縮頻度「0回/分」とする。

⑦ 

実験 収縮胞の収縮頻度の測定

・塩化ニッケル処理したゾウリムシはチューブの底に沈むため、 タッピングして全体に分散させてから使用する。

・ 実験は各個人で行い、１人で一連の測定結果をまとめること。 ⑥で得られる結果を表とグラフにまとめる。指定のPCに データを入力し、これまでの分の集計結果を確認する。

4

レポートについて

単細胞生物の構造と細胞小器官の機能

ゾウリムシ（

）

・細胞外液の塩化ナトリウムまたはソルビトール

濃度と収縮胞の収縮頻度の関係から、収縮胞の

機能を考察せよ。

・塩化ナトリウムとソルビトールの作用の違いが

どのような理由によって生じるのか説明せよ。

・その他

考察

結果

方法

目的

観察材料

実験題目

教科書と実験補遺を参考に

簡潔にまとめる

例1．塩化ニッケル処理後にゾウリムシを洗浄した理由

例2．期待するような測定結果が得られなかった原因 ₅

塩化ナトリウムまたはソルビトール添加時

の収縮胞の収縮頻度を測定し、

測定値と集計値を表とグラフにまとめよ。

スライドガラス

カバーガラス

水道水で洗う

  ↓

洗瓶の蒸留水ですすぐ

  ↓

専用ケースへ戻す

0.5mL チューブ

使用済み

1.5mL チューブ

フタを開けた状態で

回収バケツに捨てる

試薬入り試験管

その他の道具類

実験台の上に置いておく

顕 微 鏡

プレパラートを回収する

  ↓

対物レンズを4倍にする

  ↓

実験机の下にしまう

あとかたづけ

水道水で軽くすすいで

6

図．ゾウリムシ収縮胞の収縮頻度に対する細胞外液の 塩化ナトリウムおよびソルビトールの影響

班  座席   番  月  日   曜  科  類

氏

名

0 10 20 30 40 50 最終濃度（mM）

塩化ナトリウムの集計値 ソルビトールの集計値 測定値

60 70 80 90 100

収

縮

頻

度

︵

回

／

分

︶

※自分が使用した溶質を○で囲んで明記すること。 ※縦軸の目盛りには各自で数字を書き入れること。 ※測定値は三回の測定値を全てプロットすること。 ※集計値の標準偏差をエラーバーとして記入すること。

77

最終濃度

（mM）

個体番号

周期

（秒/回）

収縮頻度

（回/分）

収縮頻度

の平均値

（回/分）

最終濃度

（mM）

塩化ナトリウム

添加時の

収縮頻度（回/分）

サンプ

ル数

ソルビトール

添加時の

収縮頻度（回/分）

サンプ

ル数

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

※平均値標準偏差のかたちで記入すること。

50

100

班座

席

番

月日曜

科類組

氏

名

班座

席

番

月日曜

科類組

氏

名

※2分間以上収縮しない場合、周期を「120秒以上」、収縮頻度を「0回/

分」として、記入および計算すること。

表

1．

塩

化

ナ

ト

リ

ウ

ム

 

ソ

ル

ビ

ト

ー

ル

 

（

い

ず

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か

に

○

）

添

加

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る

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縮

胞

の

収

縮

頻

度

の

変

化

（

測

定

値

） 0 12.5 25 50 100

表

2．

ゾ

ウ

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ム

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収

縮

胞

の

収

縮

頻

度

の

集

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結

果

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