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関節の構造 関節軟骨 extracellular matrix ECM ECM ECM Fig. 1 ECM 6 7 ECM 8 ECM ECM ECM 滑膜 2 3 A B 骨 X 14 C HIV 血液誘発性関

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Academic year: 2021

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(1)

1

Haemophilia (2011), 17, 571–578 ©Blackwell Publishing Ltd.

要 約:重症∼中等症の血友病患者では関節内出

血の繰り返しが,

1

ヵ所または複数ヵ所の標的関節

の発生へつながり,血友病性関節症(変形性関節

疾患)を惹き起こす。この関節破壊のプロセスは

関節軟骨,滑膜,骨の物理的および生理的変化を

特徴とする。変形性関節疾患のモデルを使用し,細

胞培養の培地および動物の関節へ全血または血液成

分を添加(または注射)した研究,さらに,血友

病患者と非血友病者を対象に,バイオマーカーの

モニタリングを行った研究が報告されている。こ

れらのモデルでは,全血または血液成分の添加・

注入による軟骨でのプロテオグリカン合成阻害およ

び増殖性滑膜炎誘発が共通して観察されていた。関

節症の臨床評価には,特別にデザインされた理学

検査や画像検査を使用するべきである。血友病性

関節症を予防する,または進行を抑えるためには,

凝固因子製剤の定期補充療法または関節への外科的

治療,あるいはその両者が有効である。

Key words:血友病性関節症,軟骨,画像検査,血

友病,予防,滑膜

総 説

血友病性関節症の病態生理ならびに診断と予防

Pathophysiology, diagnosis and prevention of arthropathy in patients with haemophilia

A. L. Dunn

Aflac Cancer Center and Blood Disorders Service/Children’s Healthcare of Atlanta/Emory University, Atlanta, GA, USA

び活性化第

X

因子(

FXa

)をダウンレギュレートし,

その結果として血友病患者は易出血性になる

(3)

血友病

A

患者および

B

患者の出血の重症度は,一

般的に血液中凝固因子活性と相関する。凝固因子活

性が

1

%以下の患者は重症血友病,

2

5

%は中等

症血友病,

6

40

%は軽症血友病に分類される。し

かし,個々の患者の出血症状は,診療を個別化する

うえで重要な影響因子である

(4)

標的関節における出血

繰り返しの関節内出血によって引き起こされる血

友病性関節症は,血友病患者における最も重大かつ予

防可能な慢性合併症である。中等症∼重症の血友病患

者では,多くの患者で

1

ヵ所または複数ヵ所の関節

に繰り返し出血が生じる。最も頻度が高いのは足関節

で,次いで肘関節と膝関節である。このような「標

的関節」は,血友病性関節症の発症リスクが高い

(5)

Correspondence: Amy L. Dunn, MD, Assistant Professor of Pedi-atrics, Pediatric Hematology/Oncology, Aflac Cancer Center and Blood Disorders Services, Children�s Healthcare of Atlanta at Egleston, Emory University School of Medicine, 2015 Uppergate Drive, NE - 426I, Atlanta, GA 30322.

Tel.: 404 785 1200; fax: 404 727 3681; e-mail: [email protected]

緒  言

血友病

A

(「古典的血友病」とも呼ばれる)は,

循環血液中の第

VIII

因子(

FVIII

)の先天的欠乏に

よって引き起こされる。一方,「クリスマス病」とも

呼ばれる血友病

B

は,第

IX

因子(

FIX

)の先天的

欠乏に起因する

(1)

。血友病

A

患者(または

B

患者)

は,

FVIII

(または

FIX

)の欠乏によりトロンビン

が十分に産生されないため,血液凝固反応が組織因

子(

TF

)経路依存性になる

(2)

。循環血液中の

TF

経路インヒビター(

TFPI

)は,

TF-VIIa

経路およ

(2)

関節の構造

関節軟骨

関節軟骨は,軟骨細胞とそれを取り囲む細胞外マ

トリックス(

extracellular matrix

ECM

)で構成さ

れている。軟骨細胞はコラーゲン,プロテオグリカン,

そして軟骨代謝に関与する酵素を合成する。

ECM

は,コラーゲン線維と

ECM

蛋白質で形成されてい

る(

Fig. 1

)。健常な関節では,軟骨細胞が

ECM

分の合成と異化を制御することによって正常な軟骨

構造が保たれる。アグリカンは,軟骨中で最も多く

存在するプロテオグリカンである。アグリカンのコ

ア蛋白質は複数のグリコサミノグリカンと結合し,

リンクプロテインを介してアミノ末端で中央のヒア

ルロン酸フィラメントと相互作用する

(6,7)

ECM

内のこれらの複合体はプロテオグリカン凝集体とし

て知られ,圧縮荷重に耐える抵抗性を生み出してい

る。関節炎のモデルでは,軟骨損傷とアグリカンコ

ア蛋白質またはヒアルロン酸の切断(プロテオグリ

カン凝集体のサイズを小さくするとともに,その機

能を低下させる)との関連性が報告されている

(8)

リンクプロテインの修飾は,

ECM

の機能を変化さ

せる。マトリックスメタロプロテアーゼによって触

媒されるリンクプロテインの断片化は,リンクプロ

テインのプロテオグリカン安定化能に影響を与える

と考えられる。これは加齢に伴うプロセスであるが,

血友病性関節症などの関節の病的変化はこのプロセ

スに影響を与えると考えられる

(9,10)

。遊離基やマ

トリックスメタロプロテアーゼなどのプロテアーゼ

は,さまざまな関節軟骨構成成分の分解に関与する

ことが示唆されている

(9,10)

。軟骨を健常に維持す

るためには,プロテオグリカン合成と

ECM

からの

プロテオグリカン放出とのバランスが保たれていな

ければならない。さまざまな関節疾患に共通してい

る特徴は,

ECM

成分の正味の減少と軟骨機能喪失

に帰結する軟骨ホメオスタシスの制御障害である。

滑 膜

正常な滑膜は

2

ないし

3

の細胞層からなり,線維

芽細胞に似た滑膜

A

細胞とマクロファージに似た

滑膜

B

細胞で構成されている

(11)

。関節内出血を繰

り返す血友病患者の関節では,滑膜が肥厚し,絨毛

が形成され,血管が増生する。組織学的には,滑膜

内および滑膜下領域における鉄(ヘモジデリン)沈

着がみられる

(12,13)

。ヘモジデリン沈着は,多くの

場合びまん性リンパ球浸潤を伴う

(13)

骨の変化は,繰り返し関節内出血を起こしている

患者によくみられる所見である。このような変化の

ひとつとして骨粗鬆症が挙げられ,本症はかなり以

前から血友病患者の罹患関節

X

線画像で認められて

いる

(14)

。骨密度の低下は,下肢の関節症,患者活

動性の低下,

C

型肝炎治療,ヒト免疫不全ウイルス

HIV

)感染との関連が示されている

(15,16)

。最近の

報告で,血友病患児における腰椎,大腿骨頸部もしく

はその両者の骨密度低下が証明されている

(15,17)

。さ

らに,血友病における骨嚢胞,軟骨下骨髄浮腫が報

告されているが

(18,19)

,こうした病変の発生機序は

不明である

(20)

血液誘発性関節損傷のメカニズム

非血友病動物を使用した実験

生体外実験:ビーグル犬から採取した正常膝軟骨組

織を同種血[培地で

50

%(

v/v

)希釈]で

4

日間生

Fig. 1. Aggrecan function in cartilage. Reprinted with permission from Professor Tim Hardingham, Wellcome Trust Centre for Cell-Matrix Research, and Glycoforum. http://glycoforum.gr.jp/science/hyaluron/HA05/ HA05E.html. Accessed December 8, 2010.

(3)

1

体外培養し,その後さらに

10

週にわたり血液を含

まない既知組成培地のみで培養した

(21)

4

日,

2

週,

5

週,

10

週後にプロテオグリカン合成能を測定した。

プロテオグリカン合成能は,

4

日後の評価で

98

%阻

害され,その後の評価でも

10

週後まで

70

75

阻害されていた。しかし,

10

週後の評価でプロテ

オグリカン量は正常化していた。この結果は,軟骨

におけるプロテオグリカンのホメオスタシスの変化

は,全血への短時間の曝露によっても長期間持続し

うることを示している。しかし,

10

週後のプロテ

オグリカン量が正常化していることから,出血後の

軟骨の状態はある程度回復しうることが示唆された。

生体内実験:健康なビーグル犬

6

匹の後肢右膝関節

に初日とその

2

日後に自己血を注射し,

4

日後に安

楽死させた

(21)

。別の

6

匹には

4

週にわたり週

2

前述の部位に自己血を注射し,最後の注射から

10

週後に安楽死させた。前者の短期間の検討では,血

液を注射された膝関節の軟骨における

4

日後のプロ

テオグリカン量は,対照群に比べて

18

%少なかっ

た(

p

< 0.05

)。

DNA

量とプロテオグリカン放出

能に有意差はなかった。後者の長期間の検討では,

最後の注射から

10

週後の評価でプロテオグリカン

合成能は対照群と比較して

18

%増加していたが,総

プロテオグリカン量と総

DNA

量に差はなかった。

同様の他の研究では,年齢の異なる非血友病ビーグ

ル犬集団

3

群(骨格未成熟群,若年・骨格成熟群,

老年群各

6

匹)(合計

18

匹)で評価された

(22)

。麻

酔下で初日と

2

日後に自己血を後肢右膝関節に注射

し,

4

日後に安楽死させた。骨格未成熟群では,膝

軟骨総グリコサミノグリカン量とプロテオグリカン合

成能の最も大きな減少を認め(いずれも

p

< 0.05

),

老年群では最も減少が少なかった。これらの結果か

ら,老齢犬の軟骨は若年犬の軟骨と比較して,血液

曝露により誘発される障害を受けにくいことが示唆

された。

他の実験では,健康な犬

8

匹の右膝関節に自己血

を週

3

4

週にわたり注射した

(22)

。同時に

1

4

時間,週

3

回対側肢を胴体に固定し,注射した肢に

体重負荷をかけた。最後の注射から

10

週後に安楽

死させ,注射した膝と注射していない膝から関節軟

骨を回収した。注射をして体重負荷をかけた膝関節

におけるプロテオグリカンの合成能と放出能は,注

射していない膝関節と比較して有意に増加していた

(それぞれ

p

< 0.01

,p

< 0.03

)。注射したが重量

負荷をかけなかった以前の研究の犬と比べると,注

射し体重負荷をかけた犬ではプロテオグリカン放出

能が

16

%増加しており(

p

< 0.02

(22)

,出血して

いる関節への重量負荷は,関節軟骨に悪影響を与え

ることが示された。

他の研究では,ニュージーランドホワイト種の成

18

匹に鎮静をかけ,自己血

2 mL

を右膝関節へ

注射した

(23)

。注射後

1

3

6

週に

6

匹ずつ安楽死

させ,膝関節を電子顕微鏡と光学顕微鏡で観察した。

注射後

1

週の兎では,関節表面に多数の小孔が観察

された。関節表面のこの変化は,注射後

3

週に安楽

死させた兎で最も顕著であった。注射後

6

週の兎で

は,注射していない関節のように表面が再び滑らか

になっていた。光学顕微鏡による対照群の関節軟骨

の観察では,表層に

2

3

層の軟骨細胞が並び,深

い部分では垂直方向の集塊が認められた。血液を注

射した膝関節では,注射後

1

週の評価で軟骨細胞の

減少がみられ,軟骨表層構造は正常であったが深部

構造は崩れていた。これらの所見は注射後

3

週に安

楽死させた兎で最も顕著であったが,注射後

6

週に

安楽死させた兎では軟骨細胞が増加し,軟骨深部構

造の修復の兆しを認めた。

血友病動物を使用した実験

生体外実験:血液曝露により誘発される関節損傷に

ついて検討するための血友病

A

FVIII

ノックアウ

ト)マウスのモデルは,

Valentino

らによって初め

て開発された

(24)

。最初のモデルでは,鈍器による

外傷で関節内出血を誘発した

(25)

。隔週で外傷を

2

3

回与えた後,マウスを安楽死させた。滑膜組織

を採取し,鉄供給源としてクエン酸酸化鉄またはク

エン酸ナトリウム(対照群)を添加して培養した。

ク エ ン 酸 酸 化 鉄 を 添 加 し て 培 養 し た 細 胞 で は

mdm2

Fas

CD95

),

p21

WAF1/CIP1

), 腫 瘍

壊死因子関連アポトーシス誘導リガンド(

TRAIL

発現の増加を認めた。

mdm2

は,腫瘍抑制蛋白質

p53

を介した作用によって滑膜増殖を促すと考えら

れているが,p21(WAF1/CIP1)

は細胞周期の進行停

止を仲介することによってアポトーシスを減少させ

(4)

ると考えられている。

TRAIL

は,鉄分の制御を介

してアポトーシスに影響を与えると提唱されている。

これらのデータは,血液曝露により誘発される増殖

性滑膜炎の発症に鉄が関与することを示している。

生体内実験:鈍器による外傷で関節内出血を誘発す

るマウスモデルを使用した

Valentino

らの研究では,

出血性関節症およびそれに続く滑膜増殖,身体能力

低下が再現性よく示された

(26,27)

。後の研究でこの

研究グループは,より均一な外傷を与えるため,針

穿刺による新しい方法を考案した

(28)

。この血友病

マウスモデルでは,非血友病マウスと比較した目視

による出血スコアおよび関節周径の増加が認められ

た(いずれも

p

< 0.01

)。針穿刺による関節内出血

誘発の前に遺伝子組換え型ヒト

FVIII

rhFVIII

)製

剤または

rhFVIIa

を投与したマウスでは,こうした

変化は認められず,正常な対照群のマウスと同様で

あった

(28)

ごく最近の研究では,血友病

B

FIX

ノックアウ

ト)マウスに用量を漸増しながら遺伝子組換え型ヒ

FIX

rhFIX

)製剤を尾静脈内または関節内へ注

射し,その後に前述の針穿刺を行った

(27)

rhFIX

製剤投与およびベクターとしてアデノ随伴ウイルス

AAV

)を用いた遺伝子治療は,いずれもマウスを

血液曝露により誘発される滑膜炎から防御した。特

に関節内注射を行ったマウスでは,

2

週間にわたり

病理組織学的評価に基づく滑膜と軟骨の状態が良好

に維持された(静脈内注射したマウスでは良好では

なかった)。さらに,穿刺を行った左後肢膝関節に

hFIX

発現

AAV

ベクターを使用した関節内遺伝子

導入を行い,穿刺し遺伝子導入未施行の右後肢膝関

節と比較した。高用量ベクター(

4

×

10

11

vg/kg

を投与した左後肢膝関節は,出血誘発後

2

週間にわ

たり血液曝露により誘発される滑膜炎が生じなかっ

た。

非血友病ヒトを対象とした研究

生体外研究:健常者の滑膜線維芽細胞を初代培養し

た後,異なる濃度のクエン酸酸化鉄に

9

日間曝露し,

鉄が

DNA

合成に与える影響を評価した研究が報告

されている

(29)

。クエン酸酸化鉄に曝露した細胞の

増殖率は,曝露していない対照細胞の

2

倍であった。

また,クエン酸酸化鉄に曝露した細胞では,

c-myc

(既

知の癌遺伝子)の発現が増加していた。細胞増殖を

阻止することが知られているセラミドを培養線維芽

細胞へ添加した結果,増殖は用量依存性に減少した。

増加した

c-myc

発現は,細胞をセラミドへ曝露する

ことによって減少した。これらのデータは,血液曝

露により誘発される滑膜増殖における鉄の関与を示

している

(29)

他の研究では,剖検が行われた健常者の上腕骨頭

部から関節軟骨を採取し培養した

(30)

。同種血の成

分[全血,単核細胞(

MNC

),赤血球(

RBC

),血

液上清]を用意し,さまざまな組み合わせを添加し

て軟骨を培養した。全血,

MNC

RBC

,または血

液上清を添加した培養では,同様かつ可逆性のプロ

テオグリカン合成能の減少を認めた。全血によるプ

ロテオグリカン合成能の阻害は,活性酸素のスカベ

ンジャーである

N

アセチルシステイン(

NAC

(30)

や水酸基のスカベンジャーであるジメチルスルホキ

シド

(31)

の添加により軽減した。全血または

MNC

RBC

への曝露時には軟骨細胞死が増加したが,

MNC

またはリポ多糖刺激

MNC

への曝露時には増

加はみられなかった。これらのデータから,全血は

プロテオグリカン合成能を低下させ,

MNC

RBC

も同様の効果をもつことが示された。また,こうし

た変化は,

NAC

を添加することにより軽減し,活

性酸素が悪影響を与えることが示唆された。軟骨細

胞のアポトーシスを妨げるカスパーゼ阻害剤の添加

も,プロテオグリカン合成能を部分的に回復させて

いる

(32)

。さらに,このモデルを使用して,炎症性

サイトカインであるインターロイキン(

IL

–1

β と

TNF

α の産生が評価された

(32)

。軟骨組織を全血ま

たは

MNC

RBC

4

日間培養して得られた上清

と対照軟骨から得られた上清における

IL-1

β 値と

TNF

α 値を定量したところ,前者は後者と比較して

いずれのサイトカイン値も有意に高かった(p

<

0.05

)。その後新しい培地を使用して無添加で培養し,

12

日後にサイトカイン値を測定した結果,検出限

界以下であった。このことから,短期間血液に曝露

されただけでも,軟骨のホメオスタシスが障害され

ると考えられる。

(5)

20

血友病患者を対象とした研究

生体外研究:ヘモジデリンが沈着した培養滑膜組

織の上清は,同一血友病患者の非ヘモジデリン沈着性

培養滑膜組織の上清と比較して,プロテオグリカン合

成能をより強く阻害することが証明されている

(13)

血友病患者の出血性関節症におけるプロテオグリカ

ン合成阻害の機序(その引き金や関与する分子)に

関する我々の知識は,ここ数年でかなり深まった

(33)

進行した血友病性関節症をもつ患者の関節置換術施

行時に軟骨組織および滑膜組織を採取し,免疫調節

性サイトカインとして知られる

IL-10

を添加,また

は添加せずに培養した

(33)

。軟骨細胞または滑膜細

胞を

50

%同種血またはその成分に曝露した結果,

滑膜細胞に

IL-10

を添加した場合には,添加しなかっ

た場合と比較してプロテオグリカン合成能の増加,

プロテオグリカン放出能の減少,プロテオグリカン

含量の増加を認めた。

IL-10

を添加した血友病患者

の軟骨では,炎症性サイトカインである

IL-1

β と

TNF

α の産生が減少していた。

生体内研究:血友病性関節症の予測因子としてのバ

イオマーカーの使用に関する研究が最近報告され

(34)

。血友病患者から得た血液・尿サンプルを使

用して,軟骨破壊の指標となることが既に知られて

いる複数のマーカーを定量し,

Pettersson

スコア

との相関を評価した。尿中の

II

型コラーゲン

C

端テロペプチド(

CTX-II

)ならびに血清中軟骨分解

産物(

C1,2C

),血清中コンドロイチン硫酸塩

846

CS-846

)は,

Pettersson

スコア(総スコア)と有意

な相関を示した。尿中

CTX-II

と血清中軟骨オリゴ

マーマトリックス蛋白質(

COMP

),血清中

CS-846

を組み合わせた指標が

Pettersson

スコアと最も良好

な相関を示した。

臨床評価

画像検査

血友病性関節症は,単純

X

線検査や磁気共鳴画

像法(

MRI

),超音波検査でモニタリング可能である。

単純

X

線検査による関節疾患の経過観察では,

Arnold-Hilgartner

スコアと

Pettersson

スコアという

十分に確立した

2

つのスコアリングシステムに基づ

いて評価できる

(14,35)

。単純

X

線検査は比較的安価

で広く普及しているが,関節疾患の初期段階でみら

れる軟部組織の変化に対する感度が低いことに加え,

軟骨喪失を画像として捉えることができない

(36,37)

Multiplanar MRI

は,骨軟骨の変化を検出でき,

さらに,滑膜肥厚の量的評価が可能であるという点

X

線検査より優れている

(18,37)

。しかし,

MRI

X

線検査より高価で,小児の場合には撮像時に

鎮静が必要になることもある。加算的に評価する

MRI

スコアリングシステムと病変の進行度に重きを

置いた

MRI

スコアリングシステムがあったが,現

在では両者を統合した相補的かつ妥当性の証明され

たスコアリングシステムが使用可能である

(18,36,38)

超音波検査は比較的安価で広く普及している評価

ツールであり,軟部組織の変化に対する感度が高い。

また,この検査法は,鎮静が不要であるとともに,

MRI

と比較して関節の撮像にかかる時間も短く,

血友病患者の関節の軟部組織構造を評価するうえで

有力なツールとなる

(39)

。血友病患者の膝・足関節

を評価するためのカラードップラー法の系統的プロ

トコールが既に開発されており,このプロトコール

では画像を取得するためのガイドとして

MRI

を併

用する。最近このプロトコールは改善され,より優

れたものになっているが,妥当性が証明されるには

至っていない

(39,40)

。血友病性滑膜炎

33

関節の滑

膜の厚みと血管の新生を評価した研究では,他のカ

ラードップラー法プロトコールとダイナミック造影

MRI

が比較された

(41)

。その結果,両ツールで得ら

れた滑膜厚と血管の新生の評価結果は有意に相関し

ていた(順に

r

= 0.70

0.73

(いずれも

p

< 0.0001

)。

超音波検査は,軟部組織の評価ツールとして有望で

あるが,骨軟骨の変化を評価するうえでは有用性に

限界がある。また,超音波画像の質は,

X

線画像や

MRI

画像と比較して撮影者の熟練度に大きく左右さ

れる

(39)

。したがって,超音波検査は臨床的に検出

困難な初期の軟部組織の変化を検出するうえで有用

と考えられ,診療の個別化にも役立つ。

定期補充療法

血友病

A

および

B

患者の診療で主軸となるのは,

FVIII

製剤(または

FIX

製剤)による補充療法であ

る。凝固因子製剤は,出血時に限定して投与するか,

(6)

予防的に定期補充療法として投与する。

一次定期補充療法:一次定期補充療法とは,出血が

再発する前の乳幼児期から継続的に凝固因子製剤を

定期的に輸注する治療を意味し,その目標は長期に

わたる出血の予防である。この概念は,スウェーデ

ンの専門医らによって初めて提唱されたものであり,

この専門医らは,

3

歳になる以前から週

1

回以上の

頻度で凝固因子製剤を定期輸注し始めた重症血友病

患児のほうが,より遅い段階から始めた患児に比べて,

後の筋骨格系所見が良好であることを発見した

(42)

血友病

A

および

B

患者を対象に,中間用量(

15

25 IU/kg

)を投与する定期補充療法レジメンと高用

量(

25

40 IU/kg

)を投与する定期補充療法レジ

メン(血友病

A

:週

3

回投与,血友病

B

:週

2

投与)のアウトカムを比較した後ろ向き研究が報告

されている

(43)

。高用量投与群は中間用量投与群に

比べ,関節内出血および血友病性関節症を示す

X

線所見が少なかったが,治療費は高かった。オラン

ダで行われた研究では,定期補充療法開始以前の出

血既往回数の重要性が示されている

(44)

。すなわち,

3

回目の関節内出血が生じる前に定期補充療法を開

始することにより良好な筋骨格系所見を得られるこ

と,さらに,最初の関節内出血から定期補充療法の

開始が

1

年遅れるごとに

Pettersson

スコアが

8

/

年の割合で悪化することが示された。

Canadian Haemophilia Primary Prophylaxis Study

では重症血友病

A

男児

25

例を対象に,

FVIII

製剤

50 IU/kg

1

回投与で開始し,各患児の出血症状

に応じて投与量を増やしていく定期補充療法の有用

性が評価された

(45)

。この前向き試験の目的は,定

期補充療法を個別化(テーラーメード)することに

より,許容できる関節所見を達成しながら凝固因子

製剤を節約することが可能かを決定することであっ

た。プライマリーアウトカムは,標的関節が発生す

る(単一関節における出血が連続する

3

ヵ月間に

3

回以上臨床的に認められる)までの時間であった。

予備的データからは,週

1

回投与から週

2

回投与が

必要になるまでの時間(中央値)は

3.4

年で,試験

終 了 時(

5

年 後 )の 単 純

X

線 検 査 に よ る 評 価

Pettersson

スコア)では,全例が正常またはほぼ

正常であった。費用対効果の分析では,患児の出血

症状に応じて投与量あるいは投与頻度を増やし出血

を予防していくアプローチは,出血時投与療法より

コスト高であるが,標準的定期補充療法を継続した

場合と比較すると安価であり,投与レジメンをテー

ラーメード化していくアプローチは費用対効果が良

好であることが示された

(46)

重症血友病

A

男児を対象に一次定期補充療法と

集中的な出血時投与療法を比較したランダム化前向

き試験が

2007

年に発表され,両者のアウトカムに

関する豊富なデータが報告された

(47)

。この

Joint

Outcome Study

JOS

)には,試験開始時に足関節,

肘関節,膝関節の画像検査所見(

MRI

と単純

X

検査)が正常であった重症血友病

A

男児(

< 30

月齢)(

FVIII

活性レベル:

≤ 2 U/dL

)が登録され

た。これらの患児を

rFVIII

製剤

25 IU/kg

投与によ

る定期補充療法を行う群(

32

例)と同

40 IU/kg

(初

回)+

20 IU/kg

24

時間後および

72

時間後)投与

による集中的な出血時投与療法を行う群(

33

例)

へランダムに振り分けた。

6

歳になった時点で再度

X

線検査と

MRI

により足関節,肘関節,膝関節の

骨軟骨損傷を評価した。主要評価項目は,

6

歳時に

各関節の骨軟骨構造がどの程度保存されているかで

あった。

6

歳時の単純

X

線検査で各関節の構造が正

常であった患児の割合は,定期補充療法群で

96

%,

出血時投与療法群で

81

%であった(p

= 0.1

)。同

様に,

6

歳時の

MRI

で各関節の構造が正常であった

患児の割合は,定期補充療法群で

93

%,出血時投与

療法群で

55

%であった(p

= 0.002

)。定期補充療

法群は,出血時投与療法群と比較して関節内出血お

よび部位を問わない出血の回数(平均値)が有意に

少なかったが(いずれも

p

< 0.001

),

rFVIII

製剤

消費量(平均単位数)は有意に多かった(p

< 0.001

)。

二次定期補充療法:短期二次定期補充療法は,特定

の活動やイベント(キャンプや手術など)のときに,

期間を限定して凝固因子製剤を定期輸注する治療で

ある。テーラーメード化されたこれらの短期治療は,

概して効果的である。一方,関節症が成立した後に

開始し,継続的に行う定期補充療法は,長期二次定

期補充療法と呼ばれている

(48)

。長期二次定期補充

療法により多数例で関節内出血の頻度が減少するが,

X

線検査に基づく関節損傷の進行がしばしば報告さ

(7)

22

れている

(11,49)

定期補充療法の障害となるもの:定期補充療法は,

重症症状を呈する血友病患者に対する理想的な治療

ではあるが,成功させるのは容易ではない。最も大

きな障害は,凝固因子製剤の費用であり,定期補充

療法を行っている患者の血友病関連平均年間医療費

96

%を占めると報告されている

(50)

。また,世界の

血友病患者のほぼ

80

%は,開発途上国の患者であ

り,これらの国では許容可能な最小限度の治療を行

うために必要とされる凝固因子製剤の費用が,国民

総生産と比較して高額すぎる

(51)

。他の障害としては,

患者の治療アドヒアランス,静脈アクセス,訓練され

た血友病医療スタッフの不足が挙げられる

(52,53)

特に年少患児は,凝固因子製剤の輸注を頻繁に行う

ために中心静脈カテーテル(

CVAD

)が必要になる。

このデバイスは,全身麻酔下で外科的に留置する必

要があるだけでなく,感染症および血栓症のリスク

を高める。報告されている

CVAD

関連感染症の発

生頻度にはバラツキがみられ,

0.2

3.4

/1,000

カテーテル日と報告されている

(54∼56)

。血栓症発生

頻度にもバラツキがみられるが,これは多くの血栓

症が臨床的に明確にならないことと関係しているか

もしれない

(57)

CVAD

を使用している血友病患者

を静脈造影で評価した

2

つの研究では,全例の

53

81

%で血栓が検出されたが,このうち臨床的徴

候がみられたのは約

1/3

にすぎなかった

(58,59)

考  察

血友病性関節症は,血友病患者における最も一般

的かつ破壊的な経過である。この合併症は,本疾患

への感受性が高く,重量負荷を受けやすい関節(特

に足関節,肘関節,膝関節)で繰り返し出血が起こ

り,標的関節が形成される結果として発症する。関

節軟骨,骨,滑膜に生じる初期の生理的変化はそれ

ぞれ独立して起こると考えられるが,後の段階では

相互に影響すると考えられている

(13)

プロテオグリカンは,軟骨で最も豊富に存在する

ECM

蛋白質であり,関節内出血は,その合成と代

謝を変化させ,

ECM

を劣化させると考えられる。

これらの生理学的作用は,細胞培養,動物モデル,

血友病患者そして非血友病者で観察されている。

また,繰り返しの関節内出血は,滑膜の炎症およ

び肥厚へつながり,滑膜に絨毛が形成され,血管新

生が起こる。組織学的には,滑膜および滑膜下に顕

著なヘモジデリン沈着が観察され,しばしばリンパ

球浸潤を伴う。病変の生じた滑膜を除去し,軟骨を

できるだけ修復する目的で,血友病患児および成人

患者の両者において鏡視下滑膜切除術が施行されて

いる。この手技は積極的な補充療法を必要とするた

め,費用は高いが,関節内出血の頻度を低下させる

うえで効果的であることが証明されている

(60∼62)

また,術後に積極的な理学療法を行わないと,関節

可動域の減少をきたす

(63)

。この手術によって出血

頻度は著明に低下するが,手術時に明らかな軟骨損

傷がある場合には,関節損傷は持続しうる

(60,63,64)

早期に滑膜を切除することによって関節の増悪を予

防できるかは現時点では不明であり,今後検討を要

する。

放射性同位元素を使用する滑膜切除術(滑膜浄化

術)も,標的関節の再発性出血の治療において良好

な結果を収めている。この治療法では,放射性同位

元素を関節内へ注射することによって滑膜が硬化す

る。特性の異なるいくつかの放射性同位元素が使用

されており,注射によって関節内出血の頻度は減少

するが,複数回注射が必要になることもある

(65∼69)

この治療は,鏡視下滑膜切除術より安価であるが,

放射線被曝というリスクがある。本治療を行った血

友病患者で白血病の発症が

2

例報告されているが,

因果関係は証明されていない

(65∼69)

関節症の後期には骨軟骨の変化がより明白となり,

骨密度の低下,血友病性関節炎,骨格変形が認めら

れる。骨の障害が臨床的に著明になった場合には,

関節置換術が関節を保護するための唯一の選択肢と

考えられる。

関節疾患がどの程度進行しているかを初期段階

で評価することは極めて重要であり,この評価に

X

線検査より超音波検査および

MRI

が適してい

(36,38,41,47)

。しかし,これらの検査法が予後を予

測するうえでも有用であるかは未だ明らかではなく,

今後評価する必要がある。

血友病専門医の主な目標の

1

つとして,関節疾患

の予防が挙げられる。初回出血が発生する前,また

(8)

23

総説:血友病性関節症の病態生理ならびに診断と予防

はその直後から一次定期補充療法を開始することに

より,若年血友病患児の関節内出血および骨軟骨の

変化は減少することが証明されている。しかし,よ

り年齢の高い患者も,この治療によって同様の利益

をうることができるかは未だ明らかではない。対照

的に,二次定期補充療法および滑膜切除術などの関

節内治療介入は,関節内出血の頻度を抑えるうえで

有効であるが,血友病性関節症の進行を有意に遅延

させることはないと考えられる。一次定期補充療法は

費用や患者の治療アドヒアランスといった障害がある

ため,半減期の長い凝固因子製剤あるいは遺伝子治療

などの新たなアプローチが研究されている

(70∼74)

謝 辞

本稿の編集では

Jim Loss

博士[

ETHOS Health

Communications

(米国ペンシルベニア州)]にお力

添えをいただいた。また,本稿の作成では,

Good

Publication Practice

に関する国際ガイドラインに準

じたうえで,

Novo Nordisk

社より経済的ご支援を

いただいた。

開 示

著者は,利害の衝突やバイアスの原因となりうる

利害関係を何らもち合わせていないことを宣言した。

References

1 Mannucci PM, Tuddenbam EG. The hemo-philias: progress and problems. Semin Hematol 1999; 36: 104–17.

2 Hoffman M. Remodeling the blood coagu-lation cascade. J Thromb Thrombolysis 2003; 16: 17–20.

3 Lwaleed BA, Bass PS. Tissue factor pathway inhibitor: structure, biology and involvement in disease. J Pathol 2006; 208: 327–39. 4 Rodgers SE, Duncan EM, Sobieraj-Teague

M, Lloyd JV. Evaluation of three automated chromogenic FVIII kits for the diagnosis of mild discrepant haemophilia A. Int J Lab Hematol 2009; 31: 180–8.

5 Soucie JM, Cianfrini C, Janco RL et al. Joint range-of-motion limitations among young males with hemophilia: prevalence and risk factors. Blood 2004; 103: 2467–73. 6 Morgelin M, Paulsson M, Hardingham TE,

Heinegard D, Engel J. Cartilage proteogly-cans. Assembly with hyaluronate and link protein as studied by electron microscopy. Biochem J 1988; 253: 175–85.

7 Watanabe H, Cheung SC, Itano N, Kimata K, Yamada Y. Identification of hyaluronan-binding domains of aggrecan. J Biol Chem 1997; 272: 28057–65.

8 Roughley PJ. The structure and function of cartilage proteoglycans. [Review] [99 refs]. Eur Cell Mater 2006; 12: 92–101. 9 Mort JS, Poole AR, Roughley PJ.

Age-related changes in the structure of proteo-glycan link proteins present in normal human articular cartilage. Biochem J 1983; 214: 269–72.

10 Nguyen Q, Murphy G, Hughes CE, Mort JS, Roughley PJ. Matrix metalloproteinases cleave at two distinct sites on human cartilage link protein. Biochem J 1993; 295: 595–8. 11 Fischer K, van der Bom JG,

Mauser-Bun-schoten EP et al. Changes in treatment strategies for severe haemophilia over the last 3 decades: effects on clotting factor consumption and arthropathy. Haemophilia 2001; 7: 446–52.

12 Mainardi CL, Levine PH, Werb Z, Harris ED Jr. Proliferative synovitis in hemophilia: biochemical and morphologic observations. Arthritis Rheum 1978; 21: 137–44. 13 Roosendaal G, Mauser-Bunschoten EP, De

Kleijn P et al. Synovium in haemophilic arthropathy. [Review] [23 refs]. Haemo-philia 1998; 4: 502–5.

14 Arnold WD, Hilgartner MW. Hemophilic arthropathy. Current concepts of pathogen-esis and management. J Bone Joint Surg Am 1977; 59: 287–305.

15 Wallny TA, Scholz DT, Oldenburg J et al. Osteoporosis in haemophilia - an underesti-mated comorbidity?Haemophilia 2007; 13: 79–84.

16 Tlacuilo-Parra A, Morales-Zambrano R, Tostado-Rabago N, Esparza-Flores MA, Lopez-Guido B, Orozco-Alcala J. Inactivity is a risk factor for low bone mineral density among haemophilic children. Br J Haematol 2008; 140: 562–7.

17 Barnes C, Wong P, Egan B et al. Reduced bone density among children with severe hemophilia. Pediatrics 2004; 114: e177–81.

Hematol 1999; 36: 104–17.

2 Hoffman M. Remodeling the blood coagu-lation cascade. J Thromb Thrombolysis 2003; 16: 17–20.

3 Lwaleed BA, Bass PS. Tissue factor pathway inhibitor: structure, biology and involvement in disease. J Pathol 2006; 208: 327–39. 4 Rodgers SE, Duncan EM, Sobieraj-Teague

M, Lloyd JV. Evaluation of three automated chromogenic FVIII kits for the diagnosis of mild discrepant haemophilia A. Int J Lab Hematol 2009; 31: 180–8.

5 Soucie JM, Cianfrini C, Janco RL et al. Joint range-of-motion limitations among young males with hemophilia: prevalence and risk factors. Blood 2004; 103: 2467–73. 6 Morgelin M, Paulsson M, Hardingham TE,

Heinegard D, Engel J. Cartilage proteogly-cans. Assembly with hyaluronate and link protein as studied by electron microscopy. Biochem J 1988; 253: 175–85.

7 Watanabe H, Cheung SC, Itano N, Kimata K, Yamada Y. Identification of hyaluronan-binding domains of aggrecan. J Biol Chem 1997; 272: 28057–65.

8 Roughley PJ. The structure and function of cartilage proteoglycans. [Review] [99 refs]. Eur Cell Mater 2006; 12: 92–101. 9 Mort JS, Poole AR, Roughley PJ.

Age-related changes in the structure of proteo-glycan link proteins present in normal human articular cartilage. Biochem J 1983; 214: 269–72.

10 Nguyen Q, Murphy G, Hughes CE, Mort JS, Roughley PJ. Matrix metalloproteinases cleave at two distinct sites on human cartilage link protein. Biochem J 1993; 295: 595–8. 11 Fischer K, van der Bom JG,

Mauser-Bun-schoten EP et al. Changes in treatment strategies for severe haemophilia over the last 3 decades: effects on clotting factor consumption and arthropathy. Haemophilia 2001; 7: 446–52.

12 Mainardi CL, Levine PH, Werb Z, Harris ED Jr. Proliferative synovitis in hemophilia: biochemical and morphologic observations. Arthritis Rheum 1978; 21: 137–44. 13 Roosendaal G, Mauser-Bunschoten EP, De

Kleijn P et al. Synovium in haemophilic arthropathy. [Review] [23 refs]. Haemo-philia 1998; 4: 502–5.

14 Arnold WD, Hilgartner MW. Hemophilic arthropathy. Current concepts of pathogen-esis and management. J Bone Joint Surg Am 1977; 59: 287–305.

15 Wallny TA, Scholz DT, Oldenburg J et al. Osteoporosis in haemophilia - an underesti-mated comorbidity?Haemophilia 2007; 13: 79–84.

16 Tlacuilo-Parra A, Morales-Zambrano R, Tostado-Rabago N, Esparza-Flores MA, Lopez-Guido B, Orozco-Alcala J. Inactivity is a risk factor for low bone mineral density among haemophilic children. Br J Haematol 2008; 140: 562–7.

17 Barnes C, Wong P, Egan B et al. Reduced bone density among children with severe hemophilia. Pediatrics 2004; 114: e177–81. 18 Doria AS, Lundin B, Kilcoyne RF et al. Reliability of progressive and additive MRI scoring systems for evaluation of haemo-philic arthropathy in children: expert MRI Working Group of the International Pro-phylaxis Study Group. Haemophilia 2005; 11: 245–53.

19 Maclachlan J, Gough-Palmer A, Hargunani R, Farrant J, Holloway B. Haemophilia imaging: a review. [Review] [35 refs]. Skel-etal Radiol 2009; 38: 949–57.

20 Berntorp E, Gomperts E, Hoots K, Wong W-Y. The next generation of hemophilia treatment specialists. Semin Thromb Hemost 2006; 32(Suppl. 2): 39–42.

21 Hooiveld M, Roosendaal G, Vianen M, van den Berg M, Bijlsma J, Lafeber F. Blood-induced joint damage: longterm effects in vitro and in vivo. J Rheumatol 2003; 30: 339–44. 22 Hooiveld MJ, Roosendaal G, Jacobs KM

et al. Initiation of degenerative joint damage by experimental bleeding combined with loading of the joint: a possible mechanism of hemophilic arthropathy. Arthritis Rheum 2004; 50: 2024–31.

23 Tan AH, Mitra AK, Chang PC, Tay BK, Nag HL, Sim CS. Assessment of blood-induced cartilage damage in rabbit knees using scanning electron microscopy. J Orthop Surg 2004; 12: 199–204.

24 Valentino LA, Hakobyan N, Kazarian T, Jabbar KJ, Jabbar AA. Experimental haem-ophilic synovitis: rationale and development of a murine model of human factor VIII deficiency. Haemophilia 2004; 10: 280–7. 25 Hakobyan N, Kazarian T, Jabbar AA,

Jab-bar KJ, Valentino LA. Pathobiology of hemophilic synovitis I: overexpression of mdm2 oncogene. [see comment]. Blood 2004; 104: 2060–4.

26 Mejia-Carvajal C, Hakobyan N, Enockson C, Valentino LA. The impact of joint bleeding and synovitis on physical ability and joint function in a murine model of haemophilic synovitis. [see comment]. Hae-mophilia 2008; 14: 119–26.

27 Sun J, Hakobyan N, Valentino LA, Feldman BL, Samulski RJ, Monahan PE. Intraarticu-lar factor IX protein or gene replacement protects against development of hemophilic synovitis in the absence of circulating factor IX. [see comment]. Blood 2008; 112: 4532– 41.

28 Ovlisen K, Kristensen AT, Valentino LA, Hakobyan N, Ingerslev J, Tranholm M. Hemostatic effect of recombinant factor VIIa, NN1731 and recombinant factor VIII on needle-induced joint bleeding in hemo-philia A mice. J Thromb Haemost 2008; 6: 969–75.

29 Wen FQ, Jabbar AA, Chen YX, Kazarian T, Patel DA, Valentino LA. c-myc proto-onco-gene expression in hemophilic synovitis: in vitro studies of the effects of iron and cera-mide. Blood 2002; 100: 912–6.

30 Roosendaal G, Vianen ME, Marx JJ, van den Berg HM, Lafeber FP, Bijlsma JW.

18 Doria AS, Lundin B, Kilcoyne RF et al. Reliability of progressive and additive MRI scoring systems for evaluation of haemo-philic arthropathy in children: expert MRI Working Group of the International Pro-phylaxis Study Group. Haemophilia 2005; 11: 245–53.

19 Maclachlan J, Gough-Palmer A, Hargunani R, Farrant J, Holloway B. Haemophilia imaging: a review. [Review] [35 refs]. Skel-etal Radiol 2009; 38: 949–57.

20 Berntorp E, Gomperts E, Hoots K, Wong W-Y. The next generation of hemophilia treatment specialists. Semin Thromb Hemost 2006; 32(Suppl. 2): 39–42.

21 Hooiveld M, Roosendaal G, Vianen M, van den Berg M, Bijlsma J, Lafeber F. Blood-induced joint damage: longterm effects in vitro and in vivo. J Rheumatol 2003; 30: 339–44. 22 Hooiveld MJ, Roosendaal G, Jacobs KM

et al. Initiation of degenerative joint damage by experimental bleeding combined with loading of the joint: a possible mechanism of hemophilic arthropathy. Arthritis Rheum 2004; 50: 2024–31.

23 Tan AH, Mitra AK, Chang PC, Tay BK, Nag HL, Sim CS. Assessment of blood-induced cartilage damage in rabbit knees using scanning electron microscopy. J Orthop Surg 2004; 12: 199–204.

24 Valentino LA, Hakobyan N, Kazarian T, Jabbar KJ, Jabbar AA. Experimental haem-ophilic synovitis: rationale and development of a murine model of human factor VIII deficiency. Haemophilia 2004; 10: 280–7. 25 Hakobyan N, Kazarian T, Jabbar AA,

Jab-bar KJ, Valentino LA. Pathobiology of hemophilic synovitis I: overexpression of mdm2 oncogene. [see comment]. Blood 2004; 104: 2060–4.

26 Mejia-Carvajal C, Hakobyan N, Enockson C, Valentino LA. The impact of joint bleeding and synovitis on physical ability and joint function in a murine model of haemophilic synovitis. [see comment]. Hae-mophilia 2008; 14: 119–26.

27 Sun J, Hakobyan N, Valentino LA, Feldman BL, Samulski RJ, Monahan PE. Intraarticu-lar factor IX protein or gene replacement protects against development of hemophilic synovitis in the absence of circulating factor IX. [see comment]. Blood 2008; 112: 4532– 41.

28 Ovlisen K, Kristensen AT, Valentino LA, Hakobyan N, Ingerslev J, Tranholm M. Hemostatic effect of recombinant factor VIIa, NN1731 and recombinant factor VIII on needle-induced joint bleeding in hemo-philia A mice. J Thromb Haemost 2008; 6: 969–75.

29 Wen FQ, Jabbar AA, Chen YX, Kazarian T, Patel DA, Valentino LA. c-myc proto-onco-gene expression in hemophilic synovitis: in vitro studies of the effects of iron and cera-mide. Blood 2002; 100: 912–6.

30 Roosendaal G, Vianen ME, Marx JJ, van den Berg HM, Lafeber FP, Bijlsma JW. Blood-induced joint damage: a human in vitro study. Arthritis Rheum 1999; 42: 1025–32.

31 Hooiveld MJ, Roosendaal G, van den Berg HM, Bijlsma JW, Lafeber FP.

(9)

Haemoglobin-24

Full Translation: A. L. Dunn

Working Group of the International Pro-phylaxis Study Group. Haemophilia 2005; 11: 245–53.

19 Maclachlan J, Gough-Palmer A, Hargunani R, Farrant J, Holloway B. Haemophilia imaging: a review. [Review] [35 refs]. Skel-etal Radiol 2009; 38: 949–57.

20 Berntorp E, Gomperts E, Hoots K, Wong W-Y. The next generation of hemophilia treatment specialists. Semin Thromb Hemost 2006; 32(Suppl. 2): 39–42.

21 Hooiveld M, Roosendaal G, Vianen M, van den Berg M, Bijlsma J, Lafeber F. Blood-induced joint damage: longterm effects in vitro and in vivo. J Rheumatol 2003; 30: 339–44. 22 Hooiveld MJ, Roosendaal G, Jacobs KM

et al. Initiation of degenerative joint damage by experimental bleeding combined with loading of the joint: a possible mechanism of hemophilic arthropathy. Arthritis Rheum 2004; 50: 2024–31.

23 Tan AH, Mitra AK, Chang PC, Tay BK, Nag HL, Sim CS. Assessment of blood-induced cartilage damage in rabbit knees using scanning electron microscopy. J Orthop Surg 2004; 12: 199–204.

24 Valentino LA, Hakobyan N, Kazarian T, Jabbar KJ, Jabbar AA. Experimental haem-ophilic synovitis: rationale and development of a murine model of human factor VIII deficiency. Haemophilia 2004; 10: 280–7. 25 Hakobyan N, Kazarian T, Jabbar AA,

Jab-bar KJ, Valentino LA. Pathobiology of hemophilic synovitis I: overexpression of mdm2 oncogene. [see comment]. Blood 2004; 104: 2060–4.

26 Mejia-Carvajal C, Hakobyan N, Enockson C, Valentino LA. The impact of joint bleeding and synovitis on physical ability and joint function in a murine model of haemophilic synovitis. [see comment]. Hae-mophilia 2008; 14: 119–26.

27 Sun J, Hakobyan N, Valentino LA, Feldman BL, Samulski RJ, Monahan PE. Intraarticu-lar factor IX protein or gene replacement protects against development of hemophilic synovitis in the absence of circulating factor IX. [see comment]. Blood 2008; 112: 4532– 41.

28 Ovlisen K, Kristensen AT, Valentino LA, Hakobyan N, Ingerslev J, Tranholm M. Hemostatic effect of recombinant factor VIIa, NN1731 and recombinant factor VIII on needle-induced joint bleeding in hemo-philia A mice. J Thromb Haemost 2008; 6: 969–75.

29 Wen FQ, Jabbar AA, Chen YX, Kazarian T, Patel DA, Valentino LA. c-myc proto-onco-gene expression in hemophilic synovitis: in vitro studies of the effects of iron and cera-mide. Blood 2002; 100: 912–6.

30 Roosendaal G, Vianen ME, Marx JJ, van den Berg HM, Lafeber FP, Bijlsma JW. Blood-induced joint damage: a human in vitro study. Arthritis Rheum 1999; 42: 1025–32.

31 Hooiveld MJ, Roosendaal G, van den Berg HM, Bijlsma JW, Lafeber FP. Haemoglobin-derived iron-dependent hydroxyl radical formation in blood-induced joint damage: an in vitro study. Rheumatology 2003; 42: 784–90.

32 Hooiveld M, Roosendaal G, Wenting M, van den Berg M, Bijlsma J, Lafeber F. Short-term exposure of cartilage to blood results in chondrocyte apoptosis. Am J Pathol 2003; 162: 943–51.

33 Jansen NW, Roosendaal G, Hooiveld MJ et al. Interleukin-10 protects against blood-induced joint damage. Br J Haematol 2008; 142: 953–61.

34 Jansen NW, Roosendaal G, Lundin B et al. The combination of the biomarkers urinary C-terminal telopeptide of type II collagen, serum cartilage oligomeric matrix protein, and serum chondroitin sulfate 846 reflects cartilage damage in hemophilic arthropathy. Arthritis Rheum 2009; 60: 290–8. 35 Pettersson H, Nilsson IM, Hedner U,

Nore-hn K, Ahlberg A. Radiologic evaluation of prophylaxis in severe haemophilia. Acta Paediatrica Scandinavica 1981; 70: 565–70. 36 Doria AS, Babyn PS, Lundin B et al. Reli-ability and construct validity of the com-patible MRI scoring system for evaluation of haemophilic knees and ankles of haemo-philic children. Expert MRI working group of the international prophylaxis study group. Haemophilia 2006; 12: 503–13.

37 Feldman BM, Funk S, Lundin B, Doria AS, Ljung R, Blanchette V. Musculoskeletal measurement tools from the International Prophylaxis Study Group (IPSG). [Miscella-neous Article]. Haemophilia 2008; 14: 162– 9.

38 Doria AS, Lundin B, Miller S et al. Reli-ability and construct validity of the com-patible MRI scoring system for evaluation of elbows in haemophilic children. Haemo-philia 2008; 14: 303–14.

39 Zukotynski K, Jarrin J, Babyn PS et al. Sonography for assessment of haemophilic arthropathy in children: a systematic proto-col. [see comment]. Haemophilia 2007; 13: 293–304.

40 Keshava S, Gibikote S, Mohanta A, Doria AS. Refinement of a sonographic protocol for assessment of haemophilic arthropathy. [Letter]. Haemophilia 2009; 15: 1168–71. 41 Acharya SS, Schloss R, Dyke JP et al. Power

Doppler sonography in the diagnosis of hemophilic synovitis–a promising tool. J Thromb Haemost 2008; 6: 2055–61. 42 Ahlberg A. Haemophilia in Sweden. VII.

Incidence, treatment and prophylaxis of arthropathy and other musculo-skeletal manifestations of haemophilia A and B. Acta Orthop Scand 1965; 77: 3–132.

43 Fischer K, Astermark J, van der Bom JG et al. Prophylactic treatment for severe hae-mophilia: comparison of an intermediate-dose to a high-intermediate-dose regimen. Haemophilia 2002; 8: 753–60.

44 Fischer K, van der Bom JG, Mauser-Bun-schoten EP et al. The effects of postponing prophylactic treatment on long-term out-come in patients with severe hemophilia. Blood 2002; 99: 2337–41.

45 Feldman BM, Pai M, Rivard GE et al. Tai-lored prophylaxis in severe hemophilia A:

65 Dunn AL, Busch MT, Wyly JB, Abshire TC. Radionuclide synovectomy for hemophilic arthropathy: a comprehensive review of safety and efficacy and recommendation for a standardized treatment protocol. [Review] [104 refs]. Thromb Haemost 2002; 87: 383– 93.

66 Fernandez-Palazzi F, de Bosch NB, de Var-gas AF. Radioactive synovectomy in haem-ophilic haemarthrosis. Follow-up of fifty cases. Scand J Haematol Suppl 1984; 40: 291–300.

67 Manco-Johnson MJ, Nuss R, Lear J et al. 32P Radiosynoviorthesis in children with hemophilia. J Pediatr Hematol Oncol 2002; 24: 534–9.

68 Rivard GE, Girard M, Lamarre C et al. Synoviorthesis with colloidal 32P chromic phosphate for hemophilic arthropathy: clin-ical follow-up. Arch Phys Med Rehabil 1985; 66: 753–6.

69 Silva M, Luck JV Jr, Siegel ME. 32P chromic phosphate radiosynovectomy for chronic haemophilic synovitis. Haemophilia 2001; 7: 40–9.

70 Doering CB, Denning G, Dooriss K et al. Directed engineering of a high-expression chimeric transgene as a strategy for gene therapy of hemophilia A. Mol Ther 2009; 17: 1145–54.

71 Kelly ME, Zhuo J, Bharadwaj AS, Chao H. Induction of immune tolerance to FIX fol-lowing muscular AAV gene transfer is AAV-dose/FIX-level dependent. Mol Ther 2009; 17: 857–63.

72 Mei B, Pan C, Jiang H et al. Rational design of a fully active, long-acting PEGylated fac-tor VIII for hemophilia A treatment. Blood 2010; 116: 270–9.

73 Powell JS. Liposomal approach towards the development of a longer-acting factor VIII. Haemophilia 2007; 13: 23–8.

74 Viiala NO, Larsen SR, Rasko JE. Gene therapy for hemophilia: clinical trials and technical tribulations. Semin Thromb Hemost 2009; 35: 81–92.

(portacaths) in children with haemophilia. Haemophilia 2000; 6: 66–70.

55 Ljung R. The risk associated with indwelling catheters in children with haemophilia. [Review] [58 refs]. Br J Haematol 2007; 138: 580–6.

56 Tarantino MD, Lail A, Donfield SM et al. Surveillance of infectious complications associated with central venous access devices in children with haemophilia. Haemophilia 2003; 9: 588–92.

57 Valentino LA, Ewenstein B, Navickis RJ, Wilkes MM. Central venous access devices in haemophilia. [Review] [97 refs]. Haemo-philia 2004; 10: 134–46.

58 Journeycake JM, Quinn CT, Miller KL, Zajac JL, Buchanan GR. Catheter-related deep venous thrombosis in children with hemophilia. Blood 2001; 98: 1727–31. 59 Price VE, Carcao M, Connolly B et al. A

prospective, longitudinal study of central venous catheter-related deep venous throm-bosis in boys with hemophilia. J Thromb Haemost 2004; 2: 737–42.

60 Dunn AL, Busch MT, Wyly JB, Sullivan KM, Abshire TC. Arthroscopic synovectomy for hemophilic joint disease in a pediatric population. J Pediatr Orthop 2004; 24: 414–26.

61 Journeycake JM, Miller KL, Anderson AM, Buchanan GR, Finnegan M. Arthroscopic synovectomy in children and adolescents with hemophilia. J Pediatr Hematol Oncol 2003; 25: 726–31.

62 Wiedel JD. Arthroscopic synovectomy: state of the art. [Review] [30 refs]. Haemophilia 2002; 8: 372–4.

63 Wiedel JD. Arthroscopic synovectomy of the knee in hemophilia: 10-to-15 year followup. Clin Orthop 1996; 328: 46–53.

64 Ahnstrom J, Berntorp E, Lindvall K, Bjork-man S. A 6-year follow-up of dosing, coag-ulation factor levels and bleedings in relation to joint status in the prophylactic treatment of haemophilia. Haemophilia 2004; 10: 689–97.

32 Hooiveld M, Roosendaal G, Wenting M, van den Berg M, Bijlsma J, Lafeber F. Short-term exposure of cartilage to blood results in chondrocyte apoptosis. Am J Pathol 2003; 162: 943–51.

33 Jansen NW, Roosendaal G, Hooiveld MJ et al. Interleukin-10 protects against blood-induced joint damage. Br J Haematol 2008; 142: 953–61.

34 Jansen NW, Roosendaal G, Lundin B et al. The combination of the biomarkers urinary C-terminal telopeptide of type II collagen, serum cartilage oligomeric matrix protein, and serum chondroitin sulfate 846 reflects cartilage damage in hemophilic arthropathy. Arthritis Rheum 2009; 60: 290–8. 35 Pettersson H, Nilsson IM, Hedner U,

Nore-hn K, Ahlberg A. Radiologic evaluation of prophylaxis in severe haemophilia. Acta Paediatrica Scandinavica 1981; 70: 565–70. 36 Doria AS, Babyn PS, Lundin B et al. Reli-ability and construct validity of the com-patible MRI scoring system for evaluation of haemophilic knees and ankles of haemo-philic children. Expert MRI working group of the international prophylaxis study group. Haemophilia 2006; 12: 503–13.

37 Feldman BM, Funk S, Lundin B, Doria AS, Ljung R, Blanchette V. Musculoskeletal measurement tools from the International Prophylaxis Study Group (IPSG). [Miscella-neous Article]. Haemophilia 2008; 14: 162– 9.

38 Doria AS, Lundin B, Miller S et al. Reli-ability and construct validity of the com-patible MRI scoring system for evaluation of elbows in haemophilic children. Haemo-philia 2008; 14: 303–14.

39 Zukotynski K, Jarrin J, Babyn PS et al. Sonography for assessment of haemophilic arthropathy in children: a systematic proto-col. [see comment]. Haemophilia 2007; 13: 293–304.

40 Keshava S, Gibikote S, Mohanta A, Doria AS. Refinement of a sonographic protocol for assessment of haemophilic arthropathy. [Letter]. Haemophilia 2009; 15: 1168–71. 41 Acharya SS, Schloss R, Dyke JP et al. Power

Doppler sonography in the diagnosis of hemophilic synovitis–a promising tool. J Thromb Haemost 2008; 6: 2055–61. 42 Ahlberg A. Haemophilia in Sweden. VII.

Incidence, treatment and prophylaxis of arthropathy and other musculo-skeletal manifestations of haemophilia A and B. Acta Orthop Scand 1965; 77: 3–132.

43 Fischer K, Astermark J, van der Bom JG et al. Prophylactic treatment for severe hae-mophilia: comparison of an intermediate-dose to a high-intermediate-dose regimen. Haemophilia 2002; 8: 753–60.

44 Fischer K, van der Bom JG, Mauser-Bun-schoten EP et al. The effects of postponing prophylactic treatment on long-term out-come in patients with severe hemophilia. Blood 2002; 99: 2337–41.

45 Feldman BM, Pai M, Rivard GE et al. Tai-lored prophylaxis in severe hemophilia A: interim results from the first 5 years of the Canadian Hemophilia Primary Prophylaxis Study. [see comment]. J Thromb Haemost 2006; 4: 1228–36.

46 Risebrough N, Oh P, Blanchette V, Curtin J, Hitzler J, Feldman BM. Cost-utility analysis of Canadian tailored prophylaxis, primary prophylaxis and on-demand therapy in young children with severe haemophilia A. Haemophilia 2008; 14: 743–52.

47 Manco-Johnson MJ, Abshire TC, Shapiro AD et al. Prophylaxis versus episodic treat-ment to prevent joint disease in boys with severe hemophilia. N Engl J Med 2007; 357: 535–44.

48 Ljung R. Prophylactic therapy in haemo-philia. Blood Rev 2009; 23: 267–74. 49 Schobess R, Kurnik K, Friedrichs F et al.

Effects of primary and secondary prophy-laxis on the clinical expression of joint damage in children with severe haemophilia A. Results of a multicenter non-concurrent cohort study. [see comment]. Thromb Hae-most 2008; 99: 71–6.

50 Evatt BL. The natural evolution of haemo-philia care: developing and sustaining com-prehensive care globally. [reprint in World Hosp Health Serv. 2006;42(2):27-8, 30-3; PMID: 16900796]. [Review] [46 refs]. Haemophilia 2006; 12: 13–21.

51 Srivastava A, Chuansumrit A, Chandy M, Duraiswamy G, Karagus C. Management of haemophilia in the developing world. [Re-view] [19 refs]. Haemophilia 1998; 4: 474– 80.

52 Butler RB, McClure W, Wulff K. Practice patterns in haemophilia A therapy–a survey of treatment centres in the United States. [see comment]. Haemophilia 2003; 9: 549–54. 53 Geraghty S, Dunkley T, Harrington C,

Lindvall K, Maahs J, Sek J. Practice patterns in haemophilia A therapy – global progress towards optimal care. Haemophilia 2006; 12: 75–81.

54 Bollard CM, Teague LR, Berry EW, Ockel-ford PA. The use of central venous catheters (portacaths) in children with haemophilia. Haemophilia 2000; 6: 66–70.

55 Ljung R. The risk associated with indwelling catheters in children with haemophilia. [Review] [58 refs]. Br J Haematol 2007; 138: 580–6.

56 Tarantino MD, Lail A, Donfield SM et al. Surveillance of infectious complications associated with central venous access devices in children with haemophilia. Haemophilia 2003; 9: 588–92.

57 Valentino LA, Ewenstein B, Navickis RJ, Wilkes MM. Central venous access devices in haemophilia. [Review] [97 refs]. Haemo-philia 2004; 10: 134–46.

58 Journeycake JM, Quinn CT, Miller KL, Zajac JL, Buchanan GR. Catheter-related deep venous thrombosis in children with hemophilia. Blood 2001; 98: 1727–31. 59 Price VE, Carcao M, Connolly B et al. A

prospective, longitudinal study of central venous catheter-related deep venous throm-bosis in boys with hemophilia. J Thromb Haemost 2004; 2: 737–42.

60 Dunn AL, Busch MT, Wyly JB, Sullivan KM, Abshire TC. Arthroscopic synovectomy for hemophilic joint disease in a pediatric population. J Pediatr Orthop 2004; 24: 414–26.

61 Journeycake JM, Miller KL, Anderson AM, Buchanan GR, Finnegan M. Arthroscopic synovectomy in children and adolescents with hemophilia. J Pediatr Hematol Oncol 2003; 25: 726–31.

62 Wiedel JD. Arthroscopic synovectomy: state of the art. [Review] [30 refs]. Haemophilia 2002; 8: 372–4.

63 Wiedel JD. Arthroscopic synovectomy of the knee in hemophilia: 10-to-15 year followup. Clin Orthop 1996; 328: 46–53.

64 Ahnstrom J, Berntorp E, Lindvall K, Bjork-man S. A 6-year follow-up of dosing, coag-ulation factor levels and bleedings in relation to joint status in the prophylactic treatment of haemophilia. Haemophilia 2004; 10: 689–97.

Fig. 1. Aggrecan function in cartilage. Reprinted with permission from Professor Tim Hardingham, Wellcome Trust Centre for Cell-Matrix Research, and Glycoforum

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