昆虫の摂食行動の内分泌支配の概略

(1)

昆虫の摂食行動も，他の生物と同様に内分泌系により支配されている。ペプチド性因子はその中心的役割を担い，エネルギー恒常性を維持している。栄養分依存的なメカニズムとしては，他の生物と同様，インスリン様ペプチド（ILP）と脂質動員ホルモン AKH （グルカゴンの昆虫における機能的アナログ）により血糖値や体液中の脂質レベルを調節する。その上流や下流では，他のペプチド性因子が機能し，ホルモンリレーを作り，様々な栄養条件に対応できるようになっている。また，摂食行動に重要とされている各組織には，内分泌細胞が存在し，ペプチド性因子と摂食行動との強い関わり合いが予想できる。これらのペプチド性因子は，腸管の蠕動運動を調節することが知られているので，腸管の蠕動運動や口の動きなど摂食行動にかかわる運動はペプチド性因子が直接制御していると考えられる。つまり，ホルモンによる統合的な調節メカニズムが摂食行動を制御しているのであろう。１．はじめに従属栄養生物は，体外から栄養分を摂取することにより，正常な成長をすることができる。つまり必要な栄養分を体外から摂取することにより，正常な成長が制御されているということになる。このように正常な成長を成し遂げるためには，栄養分を正しく摂取するための行動も正確に制御される必要がある。昆虫をはじめとする節足動物の特徴として，脱皮を繰り返して成長することがあげられる。脱皮の直前には摂食行動を止め，脱皮後には摂食行動を再開させる。このように，節足動物は脱皮周期と同調して摂食行動のONとOFFを切り替える。また，明期，暗期のサイクルでも摂食行動のONとOFFの切り替えが起きる。さらに，摂食するタイミングに関しても，食べる食べないが数時間単位の周期で見られる（図１）39, 41, 42）_。上述の周期的な現象のうち脱皮周期や日周期は，内分泌系で支配されていることが知られている。脱皮周期は，脱皮ホルモン（エクジソン）を中心とした内分泌系により調節されている32, 61）_{。また，日周期も，光の情報などが内分泌} 系すなわちホルモンの産生分泌活性に変換され，それによって様々な日周期にかかわる生理現象の分子メカニズムが調節されている。このように周期性が認められるほとんどの生理現象は内分泌系で支配されているのだが，短時間で作られている周期性の摂食行動に関しても同様に内分泌系で支配されている。つまり，満腹か空腹かの違いは内分泌系に影響を与え，最終的に栄養状態の恒常性が保たれている。後述するが，これらの周期性を支配している内分泌系は，摂食行動のONとOFFを調節するメカニズムに対し，あらゆる階層で影響を与えているような複雑なメカニズムになっていることが徐々に分かってきた。本総説では，この内分泌系の制御メカニズムのうち，特に栄養分に依存する摂食行動に関わる内分泌性物質，ペプチド性因子に着目した摂食行動の調節機構を概説する。２．昆虫の摂食行動を調節するペプチド性因子２－１．摂食行動を制御する内分泌性因子の研究の現状昆虫の摂食行動制御の研究は哺乳類の研究に比べると進んでいないような印象である。しかし，哺乳類の先行研究からのアナロジーだけでなく，キイロショウジョウバエ （Drosophila melanogaster）などモデル昆虫を用いた研究 成果から哺乳類へのフィードバックがあるので，どちらが進んでいるとも言えない。アナロジーの研究として，例えば，脊椎動物の視床下部から産生分泌されているNeuropeptide Y（NPY）に対する昆虫の構造的および機能的なアナログであるNeuropeptide F（NPF）やshort neuropeptide F（sNPF）は，昆虫においても哺乳類と同様に摂食行動制御に非常に重要な役割を果たす16, 45）_。また，脳神経系以外でも，脊椎動物と同様に腸管から分泌されている摂食行動調節因子もある。例えば，脊椎動物で摂食行動調節に重要なコレシストキニンのアナログとして，サルファキニンがあり31）_{，昆虫の摂食行動を調節する} 因子として重要なホルモンである5, 64）_。このように，昆虫の摂食行動の研究は哺乳類をはじめとした脊椎動物の研究のアナロジーにより発展している。その一方で，後述するようなアラタ体制御因子などは，昆虫

昆虫の摂食行動の内分泌支配の概略

永　田　晋　治・清　家　　　瞳

総説

Shinji NAGATA, Hitomi SEIKE, 東京大学大学院新領域創成科学研究科先端生命科学専攻（〒277-8562 千葉県柏市柏の葉5-1-5）

Received 27 January 2021, Accepted 14 February 2021 図１　周期的に観察される摂食行動　昆虫の摂食行動では，脱皮の周期や，明暗の周期さらには，数時間毎に認められる摂食周期が観察される。摂食期摂食期摂食期脱皮食べる食べる食べる食べない食べない脱皮脱皮摂食期脱皮周期（年∼日）日周期（24 時間）摂食周期（数時間）

(2)

に特徴的なペプチド性因子やホルモンとして見出されているが，これらも摂食行動にかかわるということが分かってきている。しかし，その知見は様々な種から集積した断片的なものであり，昆虫における共通性は見出されていないのが現状である。つまり，昆虫の摂食行動の研究は発展途上である。２－２．Omicsによるペプチド性因子の種類上述の通り，摂食行動を調節する因子のメインはペプチド性因子である。つまり，摂食行動の調節を担う因子はゲノム上にコードされている。現在，ゲノムおよびトランスクリプトームの解析により，多くの昆虫種から様々なペプチド性因子が同定されている。これまでに，昆虫にはおよそ50種類のペプチド性因子があることが分かってきた9, 13, 54）_{。種にもよるが，似たような} 数のペプチド性因子を使って様々な生理現象を調節していることが予想される5, 58）_{。脊椎動物のペプチド性因子は，現} 在もなお新規に同定されつつある。一方，昆虫からはペプチド性因子がもう新規に同定されることはなくなってきた。今後も，恐らくおよそ50という種類の数は大きく変動しないだろうと考えられる。その理由は，受容体の数にも関係する。つまり，ペプチド性因子の受容体と考えられるG タンパク質共役型受容体（GPCR）の数も50個程度であり，そのほとんどのリガンドが決定されているためである11, 54）_。この総説では，いくつかのペプチド性因子の摂食行動制御との関連性を紹介する。紹介するペプチド性因子のうち，比較的小さいサイズのものを表１に示した。この表１に現れるペプチド性因子は，現在の昆虫の研究において摂食行動や代謝を調節する重要な因子とされている。しかし，種によってその重要性やゲノム上のコピー数や有無は異なるため15）_{，各因子の摂食行動への貢献度合いも変わってくる。} そのため，ある特定の昆虫種にとって，どのペプチドが摂食行動に重要か，ということを断言することは難しい。２－３．摂食行動の制御様式上述の通り，昆虫におけるペプチド性因子は有限個のファクターであり，たかだか50個程度である。その中でも，羽化ホルモン（Eclosion hormone: EH），前胸腺刺激

ホルモンや，脱皮行動誘導ホルモン（Ecdysis-triggering hormone, ETH）のように，脱皮変態にかかわるホルモンは，摂食行動にはかかわりがないと考えられる3, 27）_。このことから考えると，摂食行動を調節している因子は40個を下回ると考えられ，これらの因子がどのように摂食行動を調節しているのかということは非常に興味深い。ところが，これまでの研究の知見では，摂食行動の調節にかかわる制御因子となるペプチド性因子の中で，鍵分子と言える中心的な因子というものは見出されていない。例えば，先に登場した昆虫の摂食行動を正に制御していると考えられているNPFをノックアウトしたとしても，摂食行動が消失することはない45, 62）_{。せいぜい食餌量が何割} か減るくらいしか影響がみられない。その反対に，摂食行動を負に制御している因子であるサルファキニンをノックアウトあるいはノックダウンしたとしても，過食により死に至ることはない35, 64）_{。つまり，摂食行動の調節機構は，} 単独の因子で制御していると言うメカニズムでなく，様々な因子が協働的に調節しているメカニズムなのであろう。これらのことからも，摂食行動の内分泌制御メカニズムが，脱皮変態のような不可逆的な生理現象である内分泌制御のメカニズムとは少々性質を異にしていることがわかる。２－４．基本的な栄養分調節ホルモンそれでは，なぜ冒頭にも述べたような周期性のある摂食行動が認められるのであろうか。それは，摂食行動に影響を与える調節要因として，①容量依存的な要因と，②栄養分依存的な要因があり，それらがお互いに影響を与えるためと考えられる（図２）39, 57）_。 ①のメカニズムでは，主に腸管の張りに関係する。腸管の容量には限界があり，それを超えて食べることは基本的にできない。これは，腸管に感覚器が存在し，それが腸管の膨満感を認識するためである10）_{。おそらくそこにも何か} の因子が働くことが予想できる6, 53）_{。また，成長が進むにつ} れ，腸管の張りだけではなく，体全体の張りも影響が出てくる。昆虫では，脱皮を繰り返すことにより体サイズを大きくし成長する。しかし，脱皮と脱皮の間期では，外骨格のサイズはほとんど変わらないため，体サイズが外骨格により規定されてしまう。そのため，栄養分が体に満たされ Peptide NPF sNPF AKH ETH EH Corazonin Ast-A Ast-B Ast-C Allatotropin DH44 Proctolin Sulfakinin AEAQQADGNKLEGLADALKYLQELDRYYSQVARPRFa SNRSPSLRLRFa pQLNFTPNWGTa SDFFLKTAKSVPRIa FDSMGGIDGVQVCLNNCVQCKTMLGDYFQGQTCALSCLKFKGKAIPDCEDIASIAPFLNALE pQTFQYSHGWTNa AYTYVSEYKRLPVYNDFLa AWQDLNAGWa pQVRYRQCYFNPISCF GFKNVALSTARGFa MGMGPSLSIVNPMDVLRQRLLLEIARRRLRDAEEQIKANKDFLQQIa RYLPT pQLASDDY*GHMRFa 表 1 主な昆虫の摂食行動調節ペプチド ( トノサマバッタLocusta migratoria のペプチド ) a: アミド化修飾 ; pQ: ピログルタミン酸残基 ; Y*: 硫酸化チロシン残基複数サブタイプがあるものは、その中の 1 つを示している。 Sequence

(3)

る脱皮直前には，外骨格内部の膨張により外骨格からの圧力が増大し，これが摂食抑制の因子となる。この外骨格からの圧はおそらく脱皮変態へのシグナルにもなると考えられる47）_{。そのため，脱皮変態にかかわるホルモンは，摂食} 行動には関係ないと述べたが，脱皮前では摂食行動の休止が認められるため，この脱皮直前というタイミングでは脱皮変態のメカニズムが摂食行動制御のメカニズムに影響を与えると考えられる。一方，②のメカニズムである体内の栄養分の調節機構というのは，体内の栄養状態から発信されるシグナルにより調節されるメカニズムをいう。摂食行動の本質は，不足分を補償するための行動であるため，足りない栄養分や，必要な栄養分を補うように摂食行動をする。具体的には，体液中の糖質や脂質の調節に関わるメカニズムが重要となると考えられている。すなわち，体液中の糖質量（血糖値）や脂質量などの変化に依存した摂食行動の制御メカニズムがあると考えられている28）_{。昆虫種によって，血糖値や脂質} レベルは異なるのだが，他の生物と同じで，或る一定のレベルを保とうとするメカニズムが働く。いわゆるホメオスタシスである12）_{。当然であるが，この制御機構は，全生物} 種において内分泌系が中心的な役割を担うため，昆虫においてもペプチド性因子はこの制御システムで中心的に機能する。昆虫においては，この制御因子が摂食行動にも影響を及ぼすというメカニズムがある，ということである。２－５．昆虫の体液中の血糖と脂質の恒常性昆虫の場合，血糖はトレハロースとされているが，体液中にトレハロースよりも低い濃度でグルコースも含まれているため，どちらが体内において栄養状態の指標となっているかは，議論があるところだ60, 63）_{。ここでは，そのこと} には触れないが，上述の通り，昆虫の血糖値（トレハロースであってもグルコースであっても）と脂質レベルの調節には多くのペプチド性因子が関わる。基本的には，脂質動員ホルモン（Adipokinetic hormone: AKH）とインスリン様ペプチド（Insulin like peptide: ILP）で調節されてい

る28, 42）_{。また，体液中には脂質が一定レベルで含まれてい} る。この脂質レベルもAKHとILPで調節されている（図３）。２－６．AKHとILPの由来摂食行動の制御メカニズムの話から少々はずれて，余談にはなるのだが，AKHとILPが同定されてきたヒストリーが面白いのでついでにここで書いておく。まず，AKHであるが，AKHはバッタの飛翔筋にエネルギーを供給するためのホルモンとして同定された34）_。バッタは群れると行動様式が随分と変化し，いわゆる群生相となる。特に，群生相のバッタは蝗害と呼ばれるほど農作物の甚大な被害をもたらす。アフリカにおけるサバクトビ バッタ（Schistocerca gregaria）の蝗害も有名だが，日本 でもトノサマバッタ（Locusta migratoria）による蝗害は 何年かに1回は起きている。この蝗害の際に，バッタは集団で大移動をし，かなりの距離を飛ぶことができるようになる。長距離飛行をする際には，体液中の脂質レベルが上昇するため，この脂質が長距離飛行のエネルギー源と考えられた59）_{。この体液中への脂質動員の現象を制御すること} から脂質動員ホルモン（AKH）という名前が付けられた。つまり，AKHは，この長距離飛行のエネルギー供給を促進するホルモンとして発見された。その後，AKHが脂質を脂肪体から体液中に動員するのと同時に血糖値も上昇させることが分かった7, 17, 25）_{。このように，AKHは，長距離飛行} など特殊な条件下で大きなエネルギー需要の際に分泌されるホルモンと考えられていた。しかし，最近では，通常状態においてもAKHがトレハロースと脂質を脂肪体から体液中に動員し，体内で特にトレハロースの血中濃度の恒常性を維持するために機能することが分かってきた28, 42, 46）_。一方，ILPに関してであるが，こちらのヒストリーも興味深い。昆虫のインスリン様ペプチドとして最初に同定さ れたのは，カイコ（Bombyx mori）の頭部からである37, 38）_。カイコの脱皮変態を制御する脳ホルモン（脱皮ホルモンであるエクジソンの上流で働くホルモン）を同定する際に，カイコの頭部30万頭分から抽出精製単離されたものである37）_{。脱皮変態の生物検定は，カイコの亜種であるエリサ} ン（Samia cynthia）を使っていた。検定系はいたってシン プルで，除脳した蛹に試料を注射する方法である。試料に活性があると羽化への初期段階に見られる形態変化が見ら図２　摂食行動の２つの主な要因　体の大きさや張り，圧による容量依存性の要因と，体の栄養状態や食餌の栄養条件などによる栄養分依存性の要因が，摂食行動に影響を与える。図３　昆虫における栄養分依存性の摂食行動の内分泌系による調節概略図　昆虫の血糖値や脂質レベルは脂質動員ホルモン（AKH）とインスリン様ペプチド（ILP）により，調節される。AKHと ILPの上流では，様々なペプチド性因子がこれらのホルモンの分泌を調節している（ホルモンリレー）。容量依存性食周期成長栄養状態外部要因栄養分依存性血糖値脂質レベル腸の張り外骨格からの圧力

摂食行動

AKH

ILP

AST-A Bursicon Bursicon DH44 ホルモンリレー恒常性維持 Upd2 Upd2 _sNPF sNPF

血糖値・脂質レベル

AST-A

(4)

れるので，それを観察することにより評価した。その生理活性物質として，最終的にインスリン様ペプチドであるボンビキシンが同定された訳である。実際には，同定したボンビキシンは原料であったカイコには効果がなく，エリサンに対してのみで活性が認められたため，説明の非常に難しいホルモンとなった。この原因は現在でも謎であるが，このボンビキシンは無脊椎動物で最初に同定されたインスリン様ペプチドであり，現在では，インスリンと同様に昆虫の血糖値，代謝系調節において重要な働きをすることが分かってきた44, 49）_。２－７．AKHの特徴 AKHは脳に付随する神経系の側心体（Corpora cardiaca: CC）で産生され分泌される19）_{。上述の通り，AKHは血糖値} を上げ，体液中の脂質レベルを上昇させる役割をもつ。通常の昆虫のペプチド性因子の場合，様々な機能をもつのだが，このAKHは，エネルギー恒常性と代謝系に特化したホルモンである。このような機能を有することから，AKH は昆虫のグルカゴンと言われるようになった。ちなみに，グルカゴンとはアミノ酸配列が全く異なる。 AKHは，例外はあるものの，８残基からなるペプチドであり，N 末端がピログルタミン酸，C 末端がアミド化された小さな分子である19）_{。また，分子内のトリプトファン残} 基が保存されているという特徴もある。昆虫種では構造が高度に保存されており，１つの種で１〜４つのAKHのサブタイプが見出される。ちなみに，トノサマバッタでは４種類のサブタイプのAKHが見出されている。 AKHの受容体は，GPCRであり，脂肪体でのみ発現している20）_{。このことは，AKHが脂質やトレハロースを脂肪体} から体液中に動員させる活性がある事実と一致している。２－８．ILPの特徴すでに述べたが，カイコからILPとしてボンビキシンが同定されている。構造はインスリンと同様，A 鎖とB 鎖のヘテロダイマーであり，A 鎖とB 鎖はジスルフィド結合で架橋されている。アミノ酸配列上の相同性は昆虫種間ではあまり高くないものの，分子構造を作るためのシステイン残基は，分子内で位置と数が種間で高度に保存されている49）_。また，ILPは１つの昆虫種で，複数のサブタイプが存在する。カイコでは40種以上のサブタイプが同定されており54）_{，キイロショウジョウバエでは８種のILPが見出され} ている39）_{。もちろん例外もあり，バッタ目のトノサマバッ} タやサバクトビバッタでは，１種類しかILPが同定されていない29）_。カイコの場合，ILPは脳内の４対の分泌細胞から産生され，軸索を通ってアラタ体から分泌される36）_{。一方，キイ} ロショウジョウバエの場合，サブタイプにより産生組織や発現時期が異なる。ILPの種類によって，発現組織がまちまちである割に，ILPの受容体は，他の動物種と同様，チロシンキナーゼタイプの受容体がそれぞれの昆虫種に1種類しか存在しない43, 49）_{。ちなみに，脳や脂肪体で産生分泌} されているILPが研究としてもメインである。機能はインスリンと同様であり，主に代謝制御に関わる機能を有する。昆虫のILPの機能の特徴としては，ボンビキシンのように，脱皮変態に関わるだけでなく，卵巣成熟や性行動などにも関わるとされており，多機能である46, 49）_。２－９．昆虫の摂食行動でのホルモンリレー制御 AKHとILPのバランスで決定された栄養情報により摂食行動が決定される，すなわち摂食行動はAKHとILPによって栄養分依存的に調節される。この摂食行動の基本的なメカニズムとしては体内の栄養分の補償系であるため，血糖値が減少することがトリガーとなり，不足分の糖質を，食餌で賄う。不足分は補償するメカニズムが働くが，摂取した過剰の栄養分は排泄あるいは貯蔵される。つまり，体内で要求されている栄養分の不足が感知されると，摂食行動が惹起され，過剰が感知されると摂食行動は抑制される。この過不足分，実際には，体液中のグルコース濃度の変化が，ある特定の神経細胞に感知され，恒常性維持のメカニズムが作動する。この場合の神経細胞は，いわゆるグルコースセンサーと呼ばれている。例えば，キイロショウジョウバエの脳内には，１対のCN 細胞と呼ばれる細胞があり，そこでILPとAKHの分泌を調節している。CN 細胞という名前は，この細胞がペプチド性因子であるコラゾニン（Corazonin）とsNPFを産生することから付けられた24）_。 CN 細胞を介して制御されるメカニズムから，sNPFが AKHとILPの分泌を同時に調節することが明らかになった。つまり，体液中のグルコース濃度の変化は，sNPFの分泌に影響を与え，それらが，ILPとAKHの分泌をコントロールしているという仕組みである48）_{。この際に，CN} ニューロンを機能欠損させたハエでは，絶食後にはグルコースを選好するようになる。ちなみに，コラゾニンはこの糖の選好性には関与していないので，sNPFとILPのホルモンリレーにより，糖の選好性がコントロールされていることになる48）_。 CN ニューロンのほかにも，グルコース感受性ニューロンと考えられる細胞としてDH44という利尿ホルモン（diuretic hormone : DH）の一種を発現しているニューロンがある14）_{。このようなグルコース感受性の神経細胞はま} だいくつか同定されているため，体内の血糖値変化により，複数のシステムが動いていることが予想できる24）_。このほかにも，例えば，Allatostatin A（AST-A）や，脱皮後の外皮硬化を制御するバーシコン（Bursicon）や，Upd 2 （Unpaired 2）がILPの分泌を調節している23, 56, 65）_。同様に，AKHの産生を調節する因子として様々なものが知られているが2, 21）_{，ペプチド性因子による調節はあまり分} かっていない。どちらかというと，血糖値の変動や，CCにおけるカルシウム濃度変化などによりAKHの産生分泌が影響を受ける26）_{。ペプチド性因子の制御としては，上記の} ILPと同様に，末梢の組織から分泌されるAST-Aや Bursicon，Upd2 によってその分泌量が調節され，ILPと AKHのバランスが保たれていることになる2, 22）_{。このよう} に，AKHとILPは，内分泌系のネットワークではハブとなり，上流と下流で他のペプチド性因子とのホルモンリレーにより連携することで，協働的に体内の血糖値を調節していると考えられる（図３）。３．昆虫の摂食行動を調節するほかの因子３－１．摂食行動を制御するアラタ体制御ペプチドこれまでに述べた通り，昆虫の摂食行動は内分泌系によ

(5)

り調節されており，AKHとILPがメインで体液中の血糖値や脂質レベルを調節しつつ，体内の栄養状態のバランスを整えている。AKHとILPの産生分泌の上流にはAST-Aなどが調節因子として見出されている4, 58）_{。このAST-Aをは} じめとするアラタ体制御ペプチド（Allatoregulatory peptide）は摂食行動を調節する重要な因子でもあるので，簡単に紹介する。アラタ体制御ペプチドは，アラタ体で分泌される幼若ホルモン（Juvenile hormone: JH）の生合成や分泌を制御することとなっている。JHの分泌を正に制御しているのがアラトトロピンであり，負に制御しているのが，アラトスタチン（Allatostatin: AST）である。アラトトロピンは前額神経球（Frontal ganglion, FrG）や腸管，脳神経系で発現しており，腸管の蠕動運動の抑制活性をはじめとした多機能なペプチドである4, 33, 40）_{。ASTは３種類あり，} 構造的な特徴からAST-A（FGLa/AST），AST-B（MIP）， AST-C（PISCF/AST）がある。近年，オミクス解析により， AST-Cの構造的な類似性からAST-CC，AST-CCCが見出されているが66）_{，AST-CCとAST-CCCは，特にJHの制御} に関する機能についての研究は行われていない。キイロショウジョウバエにおいては，これらアラタ体制御ペプチドとJHとの関連性は明らかにされていない46）_。そのため，昆虫におけるアラタ体制御ペプチドの生体内での主な機能は，アラタ体でのJHの生合成と分泌の制御ではなく，腸管の蠕動運動の制御であり，最終的に摂食行動に影響を与えると考える方がよさそうだ。３－２．昆虫の摂食行動の調節にかかわる器官上述したが，アラタ体制御ペプチドは腸管の蠕動運動を制御することで結果的に摂食行動を調節する。アラトトロピンやASTは，脳神経系だけでなく，中腸などの他の組織の分泌細胞で産生され，分泌される14, 33）_{。つまり，アラタ} 体制御ペプチドは，いわゆる脳腸ペプチドであり，腸管の蠕動運動を制御するとともに，AKHとILPの上流および下流で機能している（図３）。中腸だけでなく，脳神経系においても，アラタ体制御ペプチド以外の様々なペプチド性因子が産生分泌されている重要な場所がある。例えば，AKHを産生している側心体や，脳で産生されたILPを分泌するアラタ体などは，体液中に AKHとILPを放出するために重要な組織である。このほかにも，中枢神経系（Central nervous system: CNS）における脳の次の神経節である食道下神経節（Subesophageal ganglion: SG）は，口部の顎の閉鎖筋にかかわる神経軸索が投射し，顎の開閉運動を制御している（図４A）55）_。食道下神経節もまた，内分泌細胞がたくさんある神経節であるため，メカニズムは明らかになっていないものの，口の動きも内分泌系で制御している可能性がある。さらに，前額神経球や口胃神経系（Stomatogastric nervous system: SNS）は側心体，アラタ体，脳と直接的につながっている重要な神経節である（図４B）。前額神経球や口胃神経系は腸管（特に前腸）の蠕動運動を制御していることが生理学的な解析から明らかになっており8, 50）_，ここも内分泌細胞が多く存在しているため，蠕動運動を支配することで摂食行動が調節されていると予想できる。また，前額神経球から，口胃神経系経由で，食道下神経節に投射する神経もあるため，これらが連携して摂食行動を調節しているようだ。つまり，昆虫の摂食行動にかかわる内分泌系は，口部の運動と腸管の蠕動運動を調節することにより制御していることが分かる。これら昆虫の摂食行動を調節する神経系の発見のなかでは，前額神経球が一番歴史が古く，1830年代には前額神経球を摘出すると摂食行動が抑制されることが示されていた18）_{。この前額神経球の中には，鱗翅目昆虫では，およそ} 30程度の分泌細胞があり，そこからアラタ体制御ペプチドやNPFなどが発現されている。これが，脳に影響を与えたり，前腸の蠕動運動を調節したりすると考えられている。つまり，脳神経系で作られた局所回路が摂食行動を制御するメカニズムにおいて重要と考えられる51, 52）_。一方，腸管由来のペプチド性因子は，腸管から分泌される消化酵素の制御にも重要であることが知られており，摂食行動だけでなく，食べたものの消化まで制御していることが分かる。腸管は，餌由来の栄養分の情報を体内に伝達させる重要な器官である。その情報は内分泌系を介して体内に伝達される。すなわち，腸管は餌の栄養情報を伝える重要な内分泌器官と考えられる30）_。ここでは紹介しきれないが，腸管から分泌されているペプチド性因子は昆虫種によって少々異なる。また，中腸の中でも前部・中央部・後部でそれぞれ発現しているペプチドも異なる。中腸は部位ごとに少しずつ機能が異なるといわれており，それと対応して発現しているペプチドが異なるのだと考えられる。つまり，神経系と腸管がうまく内分泌系で連絡しあって，餌を食べてから消化するまでの一連の行動を制御し，さらには体内のエネルギーの恒常性も維持していると考えられる。３－３．内分泌組織としての脂肪体脂肪体と脳神経系の直接的な関連性が昆虫にあるかどうかは明らかではいないが，脂肪体は，エネルギーを貯蔵する重要な組織である。また，AKHの標的組織であり，脂肪体からトレハロースや脂質がAKH 刺激により分泌される。脂肪体はILPの産生組織でもあるため，脳神経系以外でも AKHとILPの調節が行われる1, 28, 43）_。脂肪体から分泌されるペプチド性因子はあまり明らかにされていないが，ILP 以外にも神経系に働く因子はありそうだ。４．まとめここでは，昆虫における簡単なペプチド性因子を中心と図４　昆虫の摂食行動に関わる脳神経系　（A）脳の背側から見た脳神経系。FrG：前額神経球；SG：食道下神経節；SNS：口胃神経系。（B）脳の腹側から見た脳神経系。 CC：側心体；CA：アラタ体。

FrG

（A)

脳

（B)

SG

SNS CC

CA

脳

(6)

した内分泌系による摂食行動の調節メカニズムの概要を紹介した。これまでに述べた通り，昆虫において摂食行動は体全体のシステムであるが，これまでの研究成果はいずれも断片的なものである。また，キイロショウジョウバエでの研究は進んでいるが，昆虫の特徴的な摂食行動をとらえたことにはならない。冒頭でも述べたが，昆虫は様々な環境に順応できるがゆえに現在の地球上で大繁栄した。そのため，環境からの様々なストレスに対して摂食行動も対応させる必要がある。乾燥や餌が枯渇する条件では，長時間の飢餓に耐えうる機能を摂食行動のメカニズムと関連させなくてはならない。昆虫種すべての摂食行動メカニズムを明らかにすることは不可能であるが，共通点や特異点などを抽出しやすくするために何か工夫が必要となるだろう。そのような現状で今後，この分野で必要な命題として，以下の数点があげられる。１）栄養分選好性の問題；昆虫は単食性だけでなく雑食性も多く存在する。必要な栄養分を得るために，どのように餌を選好しているかは，やはり内分泌系に支配されているかと予想できる。これを明らかにすることは当面の目標である（最低でも筆者のグループの目標である）。２）脂肪体から神経系に作用する因子の発見；AKHと ILPはエネルギー恒常性を維持するために重要なペプチド性因子である。AKHは側心体で産生され，脂肪体が標的である。脂肪体は神経系とは連絡がないため，神経系に連絡するためには，体液を通過するような液性因子が必要となる。現在，脂肪体由来の因子としてはILPが代表的なものと同定されているが，他の因子もあるはずであり，今後その同定を進める必要がある。３）複合的な内分泌系の統合的なメカニズム；まだ鍵分子が見出されていないが，そのようなものはないと説明してきた。そのため，食べる食べない，という制御，さらには何を食べるか，がどのようなメカニズムで制御されているかを明らかにすることは今後の命題となる。４）キイロショウジョウバエ以外の昆虫種での解析；キイロショウジョウバエの情報も断片的である。300万種いるといわれている中で，１種だけを調べることは，昆虫の全体のメカニズムを明らかにしたことにはならない。現在，次世代シーケンサーなどパワフルなツールにより，非モデル生物の研究がやりやすくなった。比較ゲノム，比較内分泌学的な手法により，今後，摂食行動のメカニズムの理解が深くなることを期待している。参考文献

1) Agrawal, N. et al.: Cell Metabolism, 23, 675-684 (2016) 2) Ahmad, M. et al.: Wiley Interdisciplinary

Reviews-Developmental Biology, 9 (2020)

3) Arakane, Y. et al.: Mechanisms of Development, 125, 984-995 (2008)

4) Audsley, N. et al.: Journal of Insect Physiology, 54, 969-980 (2008)

5) Audsley, N. & Weaver, R. J.: General and Comparative Endocrinology, 162, 93-104 (2009)

6) Ayali, A. & Lange, A. B.: Journal of Insect Physiology, 56, 834-843 (2010)

7) Ayali, A. et al.: Physiological Entomology, 21, 167-172 (1996)

8) Ayali, A. et al.: Journal of Experimental Biology, 205, 2825-2832 (2002)

9) Baggerman, G. et al.: Journal of Biological Chemistry, 277, 40368-40374 (2002)

10) Billingsley, P. F. & Lehane, M. J.: Biology of the insect midgut, 3-30 (1996)

11) Broeck, J. V.: Archives of Insect Biochemistry and Physiology, 48, 1-12 (2001)

12) Cannon, W. B.: Physiological Reviews, 9, 399-431 (1929) 13) Clynen, E. & Schoofs, L.: Insect Biochemistry and

Molecular Biology, 39, 491-507 (2009) 14) Dus, M. et al.: Neuron, 87, 139-151 (2015)

15) Elphick, M. R. et al.: Journal of Experimental Biology, 221 (2018)

16) Fadda, M. et al.: Frontiers in Endocrinology, 10, (2019) 17) Faivre, E.: C. R. Society Biology Paris, 5, 101-104 (1863) 18) Gade, G.: Trends in Comparative Endocrinology and

Neurobiology, 1163, 125-136 (2009)

19) Gade, G. & Auerswald, L.: General and Comparative Endocrinology, 132, 10-20 (2003)

20) Gade, G. & Beenakkers, A. M. T.: General and Comparative Endocrinology, 32, 481-487 (1977)

21) Galikova, M. et al.: Genetics, 201, 665-683 (2015)

22) Heier, C. & Kuhnlein, R. P.: Genetics, 210, 1163-1184 (2018) 23) Hentze, J. L. et al.: Scientific Reports, 5 (2015)

24) Kapan, N. et al.: Cellular and Molecular Life Sciences, 69, 4051-4066 (2012)

25) Kaufmann, C. et al.: Insect Biochemistry and Molecular Biology, 39, 770-781 (2009)

26) Kim, S. K. & Rulifson, E. J.: Nature, 431, 316-320 (2004) 27) Kim, Y. J. et al.: Proceedings of the National Academy of

Sciences of the United States of America, 103, 14211-14216 (2006)

28) Koyama, T. et al.: Cellular and Molecular Life Sciences, 77, 4523-4551 (2020)

29) Kromermetzger, E. & Lagueux, M.: European Journal of Biochemistry, 221, 427-434 (1994)

30) Lemaitre, B. & Miguel-Aliaga, I.: Annual Review of Genetics, 47, 377-404 (2013)

31) Maestro, J. L. et al.: European Journal of Biochemistry, 268, 5824-5830 (2001)

32) Marchal, E. et al.: Peptides, 31, 506-519 (2010) 33) Matsumoto, S. et al.: PLoS One, 14 (2019)

34) Mayer, R. J. & Candy, D. J.: Journal of Insect Physiology, 15, 611-620, (1969)

35) Meyering-Vos, M. & Müller, A.: Journal of Insect Physiology, 53, 840-848 (2007)

36) Mizoguchi, A. et al.: Molecular and Cellular Endocrinology, 51, 227-235 (1987)

37) Nagasawa, H. et al.: Science, 226, 1344-1345 (1984) 38) Nagasawa, H. et al.: General and Comparative

Endocrinology, 53, 143-152 (1984)

39) Nagata, S.: Bioscience Biotechnology and Biochemistry, 83, 33-38 (2019)

(7)

40) Nagata, S. et al.: Peptides, 34, 98-105 (2012)

41) Nagata, S. & Nagasawa, H.: J Insect Physiology, 52, 807-815 (2006)

42) Nagata, S. & Zhou, Y. J.: Advances in Insect Physiology, 57, 137-172 (2019)

43) Nässel, D. R. et al.: General and Comparative Endocrinology, 221, 255-266 (2015)

44) Nässel, D. R. & Vanden Broeck, J.: Cell Mol Life Sci, 73, 271-290 (2016)

45) Nässel, D. R. & Wegener, C.: Peptides, 32, 1335-1355 (2011) 46) Nässel, D. R. & Zandawala, M.: Progress in Neurobiology,

101607 (2019)

47) Nijhout, H. F. et al.: Wiley Interdisciplinary Reviews-Developmental Biology, 3, 113-134 (2014)

48) Oh, Y. et al.: Nature, 574, 559-564 (2019)

49) Okamoto, N. & Yamanaka, N.: Current Opinion in Insect Science, 11, 21-30 (2015)

50) Penzlin, H.: Journal of Insect Physiology, 17, 559-573 (1971) 51) Penzlin, H.: in Comprehensive Insect Physiology, 5,

371-406 (1985)

52) Penzlin, H.: Comprehensive Insect Physiology, 5 (1995) 53) Robertson, L. & Lange, A. B.: Journal of Insect Physiology,

56, 893-901 (2010)

54) Roller, L. et al.: Insect Biochemistry and Molecular Biology, 38, 1147-1157 (2008)

55) Sasaki, K. & Asaoka, K.: Neuroscience Letters, 374, 166-170 (2005)

56) Scopelliti, A. et al.: Cell Cycle, 15, 1538-1544 (2016) 57) Simpson, S. J. et al.: Regulation of a meal: chewing insects

(1995)

58) Spit, J. et al.: Canadian Journal of Zoology-Revue Canadienne De Zoologie, 90, 489-506 (2012)

59) Stone, J. V. et al.: Nature, 263, 207-211 (1976)

60) Thompson, S. N.: Advances in Insect Physiology, 31, 205-285 (2003)

61) Truman, J. W.: Current Biology, 29 (2019)

62) Van Wielendaele, P. et al.: Insect Biochemistry and Molecular Biology, 43, 102-114 (2013)

63) Wyatt, G. R. & Kalf, G. F.: Journal of General Physiology, 40, 833-847 (1957)

64) Yu, N. et al.: General and Comparative Endocrinology, 188, 196-203 (2013)

65) Zhao, X. & Karpac, J.: Current Biology 27, 1941-1955 (2017)

66) Zandawala, M. & Orchard, I.: Insect Biochemistry and Molecular Biology, 57, 1-10 (2015)

Abstract　

Fundamental knowledge of endocrine control of feeding behavior in insects

Shinji Nagata and Hitomi Seike

Department of Integrated Biosciences, Graduate School of Frontier Sciences, the University of Tokyo.

Feeding behavior, particularly feeding motivation, is

modulated by endocrine control in insects. The predominant endocrine factors capable of governing energy homeostasis to maintain nutrient-dependent regulation are Adipokinetic hormone (AKH) and Insulin-like peptide (ILP). AKH and ILP modulate the substantially constant sugar and lipid levels in the hemolymph. Interestingly those two hormones are also regulated by other peptide hormones by relaying the hormone stimulation from the disturbing nutritional condition. Endocrine factors secreted from several organs in insects that control gut contraction can also modulate feeding behavior. Together, systemic orchestration of endocrine factors is essential for precisely modulated normal feeding behavior in insects.

Keywords: insect, feeding behavior, peptide hormone, Adipokinetic hormone, insulin-like peptide, Allatoregulatory peptides