O OH O OH OH O O O H O O H O O O OMe COOH O N H OH O O O OH Cl An overview of toxicity of trichothecene mycotoxins, T

(1)

JSM Mycotoxins is issued twice a year, one volume a year, by the Japanese Society of

Mycotoxicology and the purpose of the journal is to publish results and technical

information regarding mycotoxins. JSM Mycotoxins publishes Reviews, original results

(Research Papers, Technical Notes, Notes, and Letters), Proceedings of special lectures,

symposia, and workshops of the meeting of Japanese Society of Mycotoxicology

www.jstage.jst.go.jp/browse/myco

Japanese Society of Mycotoxicology

(http://www.jsmyco.org/MYCONTENTS/Eng/index_eng.html)

O O O OMe H H O O O OH N H COOH O O O Cl OH

An overview of toxicity of trichothecene

mycotoxins, T-2 toxin and deoxynivalenol:

Involvements of their oxidative stress and

apoptosis effects

Hirokazu Tsubone, Masakazu Hanafusa

JSM Mycotoxins

, 66(2):129-143 (2016)

(2)

レビュー

www.jstage.jst.go.jp/browse/myco/-char/ja/

トリコテセン系カビ毒（

_T-2

トキシンおよびデオキシニバレノー

ル）の毒性評価：酸化ストレス・アポトーシスの役割

局

_博一

1 ，花房

_真和

1

1_{東京大学大学院農学生命科学研究科附属食の安全研究センター生体影響評価研究室} （〒113-8657 東京都文京区弥生1-1-1）要旨トリコテセン系カビ毒の毒性をT-2トキシンおよびDONを中心にして述べた．これらのトキシンは急性影響および慢性影響として，生体の形態や機能に対して広範囲の毒性をもたらす．

in vitro

，

in vivo

の多くの実験系で濃度・用量依存性の細胞障害や臓器障害が報告されている．アポトーシスが広範囲の器官，細胞系列において観察されており，細胞障害における酸化ストレスの役割が注目されている．近年，トリコテセン系カビ毒によるアポトーシスの発現メカニズムや酸化ストレス障害が詳しく調べられている．アポトーシスを起こす機序として，リボソーム− MAPK（JNK/p38），DNA損傷，デスリセプター／カスパーゼ-8の各経路を介する経路が考えられている．

1.

毒性の全身影響（概観）トリコテセン系カビ毒は

100

種類以上存在するとされる．代表的なトリコテセン系カビ毒として，

T-2

トキシン，

HT-2

トキシン，シルペントリオール，

4,

15-

ジアセトキシシルペノール（

DAS

），ジアセトキシスカーペノール，デオキシニバレノール（

DON

），ニバレノール（

NIV

），アセチルデオキシニバレノールなどが知られている1)．また大環状トリコテセンとして，サトラトキシン

G

，バッカリンなどが知られている2)．これらのカビ毒のうち，毒性が明瞭で曝露リスクが高い

T-2

トキシン，

HT-2

トキシン，

DON

および

NIV

については，国内で流通している主要な食品目の汚染実態調査が継続的に実施されている3),4)．高濃度のトリコテセン系カビ毒に曝露された動物は急性影響として下痢，嘔吐，白血球増加，出血を引き起こす5),6)．慢性曝露影響では食欲低下，体重減少，栄養効率の低下，神経内分泌系変化，免疫系変化6),7)をもたらす．マウスにおける

T-2

トキシンの

LD50

（

mg/kg

）は

10.5

（経口投与），

5.2

（腹腔内投与），

2.1

（皮下投与），

4.2

（静脈内投与）とされる5)．多くのカビ毒はその一定量の摂取によって食欲低下と体重減少を起こす6),7)．ブタは

DON

に対してマウス，家禽，反芻動物よりも感受性が高いと言われる7)．

T-2

トキシンを

15 µg/kg

あるいは

83 µg/kg

の濃度で含有する餌を

18

日間与えられたブタにおける増体率は

15 µg/kg

では対照群に比べて影響がみられなかったが，

83 µg/kg

では有意な増体率の低下（対照群に比べて約

70.9%

）が生じるという報告がある8)．カビ毒を摂取した動物では，中枢神経，肝臓，造血組織，消化器，循環器など全身の様々な臓器組織において酸化ストレスが関与すると思われる障害（傷害）が観察されている．著者らは

T-2

トキシン（

0.02

，

0.1

，

0.5 mg/kg

）をラットに皮下投与後，

48

時間後における血清の活性酸素（

d-ROMs

）および血清抗酸化能（

BAP

）を測定したところ，用量依存性に活性酸素が有意に増加することを明らかにしている（図

1

）．このことから，

T-2

トキシンを投与された動物では全身レベルで酸化ストレス状態が高まることが示唆される．なお，投与後

48

時間では血清抗酸化能（

BAP

）の増加が見られていないが，投与直後の

1

時間では

BAP

の増加が

0.5 mg/kg

の濃度で観察されている（未発表データ）．

T-2

トキシンおよび

DON

は動物の体内で速やかに代謝されることが知られている．イヌを用いた実験キーワードアポトーシス；酸化ストレス；毒性；トリコテセンカビ毒連絡先局博一，東京大学大学院農学生命科学研究科附属食の安全研究センター生体影響評価研究室，〒113-8657 東京都文京区弥生 1-1-1 電子メール：aahiro@mail.ecc.u-tokyo. ac.jp （2016年6月8日受付， 2016年6月29日受理）

(3)

図1 T-2トキシン投与後48時間における血清の活性酸素（d-ROMs）および抗酸化能（BAP）の変化

d-ROMsはderivatives of reactive oxygen metabolites，BAPはbiological antioxidant potentialを表す．T-2トキシン0.02 mg/kg，0.1 mg/kg，0.5 mg/kgをWistarラット（雄）に皮下投与した．controlは溶媒のみを投与．データは平均値±標準偏差（n=5）で示す．*: P < 0.05 v.s. control，**P < 0.01 v.s. control（Dunnett’s test）

では，静脈内に

0.4 mg/kg

の用量で投与された

T-2

トキシンの多くは

HT-2

トキシンに代謝され（

fm

；薬物代謝割合（

fraction metabolized

）

=

約

83.6%

），血液の

T-2

トキシンと

HT-2

トキシンの半減期はそれぞれ約

5.3

分，

19.6

分とされる9)．ニワトリの静脈内に

T-2

トキシン

0.5 mg/kg

を投与した実験では，

T-2

トキシンの半減期は約

17.3

分，

HT-2

トキシンの半減期は

33.6

分であった10)．また

T-2

トキシン

2.0 mg/kg

を

12

時間おきに経口投与したときの

T-2

トキシンの半減期は約

23.4

分であり，定量限界を超える

HT-2

トキシンは検出されなかった10)．

DON

については，マウス（雌，

B6C3F1

）に

DON

を

5 mg/kg b.w.

の用量で単回経口投与した場合，投与後

15

∼

30

分で血漿，脾臓，肝臓，肺，腎臓の濃度が最高になり，

120

分以内に

75

∼

95%

の減少が生じるとされる11)．

4.2 mg/kg

（餌）の濃度で

DON

が含まれる餌を経口投与されたブタでは血清

DON

濃度が

4.1

時間で最高になり，吸収された

DON

は

5.8

時間で排出される11)．仔豚に

250 µg/kg

あるいは

750 µg/kg

の用量で

DON

を静脈内に投与後

30

分における臓器組織内，体液中の

DON

濃度は腎臓，腸間膜リンパ節，筋肉，胃，脾臓で高く，腸管，胆汁，肝臓，血漿にも認められたが，脳各部位，舌，軟口蓋，扁桃，咽頭粘膜，胸腺，甲状腺，食道，副腎では検出限界以下であったと報告されている12)．著者らが行った

DON

（

0.1

∼

2 mg/kg

）のラットへの皮下投与後の血中

DON

濃度の動態に関する実験では，測定を行った

30

分，

60

分，

120

分，

180

分の間では，投与後

30

分で血清濃度がピークを示し，

180

分ではほとんど消失する濃度レベルにま 0 100 200 300 400 500

d-ROMs

䠆䠆䠆

(U.CARR)

0 1000 2000 3000 4000

BAP

(μmol/L)

(4)

で減少することが示されている（図

2

）．

T-2

トキシンや

DON

の体内代謝は急速であるが，細胞，組織，臓器の病理学的変化や機能的変化はトキシンの投与後数時間を経て明瞭になり数日間以上にわたって生じることが多い．

T-2

トキシンや

DON

の細胞構成成分への直接作用のほか，遺伝子発現の修飾，酵素機能への影響を通じて蛋白合成阻害やアポトーシスが誘導されるため，これらのトキシンの急性影響はトキシンが体内から消失した後でも一定期間にわたって進行するものと思われる．

2.

血液および造血器系影響

T-2

トキシンや

DON

を摂取した動物では血液中の赤血球，白血球，血小板の減少が生じる．この原因としては，これらのカビ毒が循環血液中の血球に直接作用して破壊することと，骨髄における血球前駆細胞から成熟細胞への産生阻害の

2

つの要因が存在する13)．骨髄では多能性幹細胞などの不全による再生不良貧血が生じる13)．骨髄のような細胞分化，再生が盛んな組織ではカビ毒の影響を受けやすいと考えられる．

10 ppm

のレベルで

T-2

トキシンを含む低蛋白餌（蛋白量

6%

）を与えられたマウスの赤血球新生は

2

週間以内に阻害され，赤血球数は

6

週までに

36%

にまで減少するが，

8

週になると

45%

まで回復する．蛋白量が

16%

の餌やバランスの良い天然成分を含む餌ではこのような貧血性変化がみられないことから，

T-2

トキシンの赤血球新生の抑制効果は一過性であり，餌の内容によっても影響を受けることが報告されている13),14)．高用量（

10 mg/kg

）の

T-2

トキシンを単回経口投与されたマウスの血液では，投与後の最初の観察時間である

6

時間ですでに顕著な白血球数減少，

24

時間以降には血小板数の減少が観察されている15)．白血球の減少の大部分はリンパ球である．造血組織である骨髄においては骨髄球の著明な減少が投与後

6

時間で認められ，骨髄球のうち幼若顆粒細胞，赤芽球およびリンパ球で減少が明瞭であり，成熟顆粒細胞では有意な変化は観察されなかった15)．骨髄における

TUNEL

陽性細胞（アポトーシス細胞）の増加および

PCNA

陽性細胞の減少が，投与後

6

時間で観察されている15)．これらの造血機能の変化は

T-2

トキシンの投与による貧血や免疫機能低下の発現の基本的な原因になっていると思われる．

DNA

合成および蛋白合成の抑制が脾臓，胸腺および骨髄で認められる16)．

T-2

トキシンの

in vivo

毒性試験では，白血球の減少がブタでは

0.03 mg/kg b.w.

の

3

週間経口摂取で生じ13),17),18)，サルでは

0.1 mg/

kg b.w.

の

15

日間摂取で生じている13),19)．

JECFA

（

2001

）では上記のブタの実験結果に基づいて

T-2

トキシンの暫定耐容一日摂取量（

PMTDI

）を

0.06 µg/

kg/day

に設定している20),21)．

in vitro

実験観察では，

T-2

トキシンによるヒト血球毒性は

10

-7

M

よりも低いレベルで現れる（

NOAEL=10

-10

M

）13)．

DON

の造血器影響は

T-2

トキシンよりも弱いことが述べられている13)．図2 デオキシニバレノール（DON）の⾎中濃度の推移 DONを0.1 mg/kg，0.5 mg/kg，1 mg/kg，2 mg/kgの量で成熟ラット（Wistar，雄）に皮下投与した際の投与前，投与後の血清濃度の継時的変化を示す．データは各投与量につき4匹のラットの平均値で示す． 0 200 400 600 800 1000 before 30 60 120 180 (ng/mL)

Serum

concentration

of

DON

2 mg/kg 1 mg/kg 0.5 mg/kg 0.1 mg/kg

Time after administration

(5)

T-2

トキシンは血液凝固系に作用することが報告されている22)．ウサギに

T-2

トキシン（

0.5 mg/kg

）を耳静脈投与した後

6

時間で，凝固因子

VII

，

VIII

，

IX

，

X

および

XI

が約

40%

減少した．しかしながら，

48

時間以降は増加を示している．血小板数の変化は

96

時間まで認められず，ビタミン

K

の補給による各凝固因子への効果は観察されなかった．プロトロンビン時間は投与後

54

時間以降までは影響がみられず，

54

時間以降は短縮する結果が得られている．

T-2

トキシンによる急性影響では，皮下や消化管などに出血がみられることがあるが，上記の凝固因子への影響が要因になっているものと思われる．

3.

消化器系影響消化管内に取り込まれたトリコテセン系カビ毒の多くは消化管内の微生物の働きによって脱エポキシ化などの化学的な修飾を受け弱毒化するが，カビ毒が直接作用する消化管粘膜には炎症性変化（充血，出血，潰瘍）が生じる．

DON

や

T-2

トキシンは消化管における膜透過性，膜輸送，サイトカイン産生，

IgA

産生，粘液分泌，マクロファージの貪食性に影響を与える23),24)．消化管の細胞レベルおよび臓器レベルの実験系における

DON

の作用が明らかになっている．新生仔ブタの空腸上皮細胞に由来する培養細胞系（

IPEC-J2

）を用いた

in vitro

実験と

5

週齢ブタの回腸ループを用いた

in vivo

実験で

DON

の作用効果が調べられている25)．細胞培養開始後

24

時間の新しい細胞層に

DON

（

0.01

∼

10 µg/mL

）を作用させると，

DON

濃度が

0.25 µg/mL

といった低濃度から細胞の有意な生存性低下が生じたが，

21

日間培養を行い分化が進行した細胞では

DON

濃度

10 µg/mL

でも細胞の生存性に有意な低下は認められなかった．また，これらの培養細胞にサルモネラ菌（

Salmonella

Typhimurium

）を作用させたときの菌の細胞内への侵入数は培養

24

時間の細胞では

DON

濃度

0.1µg/

mL

で，

21

日間培養の細胞では

0.75µg/mL

で有意な侵入菌数の増加がみられた．一方，回腸ループを用いた実験では，回腸内に①

DON

（

1µg/mL

）のみ， ②サルモネラ菌（

4×10

8

CFU/mL

）のみ，③

DON

（

1µg/mL

）＋サルモネラ菌（

4×10

8

CFU/mL

）を注入し，回腸組織における炎症性サイトカインおよびケモカインの

mRNA

の発現量を無処置の回腸ループ組織と比較した．上記③の結果では，炎症性サイトカインのうち，

IL-1

β，

IL-6

，

IL-12

，

TNF

α，

IFN

γ およびケモカインの

IL-8

，

MCP-1

の発現は

DON

単独あるいはサルモネラ菌単独に比べて有意に増加することが示された．サルモネラ菌単独作用でもこれらのサイトカインやケモカインの増加が生じるが

DON

が共存することによって，それらの増加の程度が数倍上昇している．これらの実験結果から，

DON

は消化管における病原性微生物の侵入を容易にし，腸管炎症を招きやすくする性質があることが示唆される．

15 µg/kg

あるいは

83 µg/kg

といった低濃度の

T-2

トキシンを含む餌で

18

日間飼育したブタに

Salmonella

Typhimurium

を経口接種して，

5

日後の腸管におけるサルモネラ菌の増殖度を調べた実験では，腸管内におけるサルモネラ菌数は対照群に比べて

T-2

トキシン群で減少する傾向があり，盲腸では有意な減少が示されている8)．一方，ブタ由来の一次肺胞マクロファージおよび腸上皮細胞を用いた

in vitro

の実験では，いずれの細胞においても

T-2

トキシンの作用によって細胞の生存性は低下した．肺胞マクロファージでは

1 ng/mL

で，未分化腸上皮細胞では

2.5 ng/mL

，分化した腸上皮細胞では

15 ng/mL

で有意な細胞生存性の減少が示されている8)．

in vivo

実験では，前述したように低濃度の

T-2

トキシン混餌摂取によって腸管内のサルモネラ菌数は減少する傾向があるが，腸管上皮細胞を用いた

in vitro

の実験では，

Salmonella Typhimurium

の細胞侵入性増大が

T-2

トキシン濃度

2.5 ng/mL

以上から観察されている8)．低濃度域では腸管内では様々な感染防御機構や弱毒機構の働きが，トキシンの毒性を上回る可能性が考えられる．

4.

免疫系影響高濃度トリコテセンは骨髄，リンパ節，脾臓，胸腺，消化器粘膜など活発に細胞分裂を行っている組織に強い傷害をもたらすことで免疫抑制を起こす5)．循環白血球の減少，リステリア菌やサルモネラ菌に対する抵抗性の減弱，抗原に対する抗体反応の減弱をもたらす6)．一方，低濃度トリコテセン曝露の場合は逆にある種の病原体に対する抵抗性を高め，血清

IgA

レベルを上昇させ，様々な免疫関連遺伝子の急速かつ一過性のアップレギュレーションを起こすことも知られている6)．免疫システムの中心である白血球（マクロファージ，

B

細胞，

T

細胞）はトリコテセンの影響を受けやすい．げっ歯類およびヒトのリンパ球におけるトリコテセンの抑制的影響は大環状トリコテセン＞

Type A

トリコテセン＞

Type B

トリコテセンの順に高いと言われる．

T-2

トキシンや

DON

に曝露された動物では

B

細胞や

T

細胞の濃度依存性の減少または増加が認められる6)．低用量のトリコテセンは炎症前駆物質，

Th1

・

Th2

サイトカイン，

COX2

，誘導型

NO

合成酵素に関

(6)

連した遺伝子発現をアップレギュレートする．したがってトリコテセンの白血球（免疫）影響は低用量域では促進的であり，用量が増すにしたがって白血球のアポトーシスとそれによる免疫抑制がもたらされる6)．

DON

は細胞内のリボソームに結合することで

MAPK

（

mitogen-activated protein kinase

）を活性化し，結果的に蛋白合成阻害，免疫変化，アポトーシスの発現に関与する6),26)．すなわち，トリコテセン系カビ毒で誘発されるアポトーシスや炎症性変化を起こす遺伝子発現には

“ribotoxic stress response”

が引き金となって生じると考えられている．

DON

を実験動物に投与するとリンパ組織では投与後の早期（

1

∼

2

時間）と移行期（

4

∼

8

時間）に前炎症性サイトカインの

mRNA

発現が誘導されることが知られているが，その上流域における作用メカニズムがマウスを用いた

in vivo

の実験系で研究されている27)．この研究ではマウスの脾臓において

MAPK

の

JNK

と

p38

のリン酸化が

DON 1 mg/kg

以上（∼

100 mg/

kg

）の単回経口投与後

15

分（

JNK

，

ERK

）あるいは

15

∼

30

分（

p38

）をピークとして生じることを明らかにしている．このような

MAPK

活性化は

TNF-

α，

IL-1

β，

IL-6

といった前炎症性サイトカイン

mRNA

の増加（早期

1

∼

3

時間，ピーク

2

∼

4

時間）に先行

して生じている27)．リボゾームと

MAP

キナーゼ

の間の中間経路には

PKR

（

double-stranded

RNA-dependent protein kinase

）と

Hck

（

Src

ファミリーチロシンキナーゼ）が関与する可能性が示唆されている6),26),28)．免疫機能を担っている細胞を用いた

in vitro

実験が多くなされている26),29),30)．最近の

RAW264

（マウスマクロファージ由来）および

THP-1

（ヒト単球由来）を用いた研究では，

iNOS

発現に関与する

LPS

（

10 ng/mL

）への

6

時間作用下で刺激された

NF-κB

レポーター活性は

DON

によって濃度依存性に明瞭な減少（

62.5 ng/mL

で有意差）を示し，同様に

TLR2

のリガンドである

PAM3CSK4

で刺激された

NF-κB

レポーター活性も

DON

によって濃度依存性に減少（

125 ng/mL

で有意差）することが示されている30)．また，

THP-1

を用いた実験では，

LPS

（

100 ng/mL

）で刺激された

NF-κB

レポーター活性を

DON

，

NIV

，

T-2

トキシン，

HT-2

トキシンの

4

種類のトリコテセン系カビ毒の間で比較している．いずれのカビ毒においても

NF-κB

レポーター活性は濃度依存性に抑制されることが示されている．

NF-κB

レポーター活性がおよそ

40

∼

50%

に低下する濃度は，

DON

と

NIV

で

125 ng/mL

，

T-2

トキシンで

10 ng/mL

，

HT-2

トキシンで

4 ng/mL

である．

HT-2

トキシンは

1 ng/mL

においても明らかな

NF-κB

レポーター活性の抑制を生じている30)．これらの実験結果は，

DON

や

T-2

トキシンなどのトリコテセン系カビ毒は免疫系細胞に作用して

iNOS

，

IFN-

βといった炎症性シグナル伝達や感染防御に関わるシグナル伝達を低濃度レベルから抑制する性質があることを示唆する．

5.

中枢神経系影響

T-2

トキシンを含む混餌を妊娠期の母マウスに摂取させると，胎仔あるいは分娩後の仔マウスの脳の神経細胞の一部にアポトーシスが生じることが明らかになっている31),32),33),34),35),36)．

T-2

トキシン

2 mg/kg b.w.

を妊娠期のマウスに経口投与して妊娠

8.5

日から

16.5

日で胎仔の中枢神経毒性を調べた研究では，妊娠

13.5

日で脳室周囲に膨潤あるいは核崩壊を起こした神経細胞（アポトーシス細胞）が観察されている32)．

T-2

トキシンや

DON

は脂質親和性があり，胎盤と胎仔の血液脳関門を通過して中枢神経細胞に作用することが考えられる．

T-2

トキシンは

60s

リボソームサブユニットのペプチジルトランスフェラーゼ（

peptidyltransferase

）サイトに結合し，それを抑制することで

JNK/p38

MAPKs

の活性化（

ribotoxic stress response

）を起こし，結果的に蛋白合成抑制やアポトーシスをもたらすことが示唆されている33),37)．

T-2

トキシンを投与された胎仔脳では脂質代謝関連酵素遺伝子発現が抑制されるとともに酸化ストレスマーカーである

HO

（

heme oxygenase

）

-1

が上昇（

12

時間）する．

T-2

トキシンの投与後

12

時間で

MEKK1

遺伝子発現の上昇，

24

時間で

c-jun

遺伝子発現の上昇が生じる38)．このような結果から胎児脳におけるアポトーシス発現には

MAPK-JNK-c-jun

経路が働く可能性が示唆されている33),38)．中枢神経系毒性は誕生後の仔マウスにおいても一定期間認められることが

T-2

トキシンの発達期曝露影響評価によって明らかになっている34),35),36)．これらの研究では妊娠マウスの妊娠

6

日目から分娩後

21

日目まで

0

，

1

，

3

，

9 mg/kg

の

T-2

トキシンを含む混餌を母マウスに投与（経胎盤・経乳曝露）している．母マウスでは

1 mg/kg

以上で胸腺重量（絶対・相対重量）の低値が示され，仔マウスでは出生後

21

日目（離乳時）で

3 mg/kg

より胸腺のリンパ球アポトーシスの増加と胸腺重量の低値（雄）が認められた．また離乳時の仔マウスでは海馬顆粒細胞層下帯においてアポトーシスの増加が

3 mg/kg

より認められた．海馬歯状回ではアポトーシスに加えてニューロン新生が抑制されることが明らかになっている．ニューロン新生が盛んな海馬顆粒細胞層下

(7)

帯では，

type-2

前駆細胞を標的としたニューロン新生が抑制され，

9 mg/kg

では

type-2

前駆細胞に加えて

type-1

幹細胞が減少しており，酸化ストレス上昇，幹細胞因子の減少，グルタミン作動性入力及びコリン作動性入力の減少といった複数の機序により，これらの分化段階が異なる顆粒細胞におけるアポトーシスが誘導されたと考えられている34),35)．フザリウム属の菌が産生するカビ毒による中枢神経毒性作用はフモニシン

B1

によっても生じることがよく知られている．フモニシン

B1

においても神経細胞に酸化ストレスをもたらすことが知られている39)．

6.

循環器系影響トリコテセン系カビ毒による循環器影響は他の臓器影響に比べて注目されていないが，

1980

年代より

T-2

トキシンが実験動物の心血管系において機能的，形態的変化をもたらすことが報告されている．ラットの摘出心への

T-2

トキシンの作用によって心臓の収縮性の変化，心電図変化に加えて心筋組織の変化が生じる40)．形態的変化では，致死量に相当する

2-3 mg/kg

の腹腔内投与を受けたラットの心臓では斑状出血，顕著な浮腫と単核球の浸潤，壁内冠血管の腫大と細胞肥大が認められた．

0.3 -0.5 mg/kg

の

T-2

トキシンの

5

∼

10

日間反復投与後，

1

∼

2

ヶ月目では主に心内膜下の細胞浸潤や繊維化がみられ，電子顕微鏡所見では，巨核を有す非特異的細胞肥大，ミトコンドリアの集簇，過収縮を示す筋繊維などの異常が，また小血管においても平滑筋組織の増殖性変化などが観察されている40)．

T-2

トキシンによる心血管系の機能的変化では，

0.5-2 mg/kg

のラットへの静脈内投与によって

6

∼

8

時間にわたって持続する血圧上昇と不整脈が出現する41)こと，同様に

1-2 mg/kg

の

T-2

トキシンの皮下投与によって血圧と収縮期左室内圧が上昇する42) ことが報告されている．ラットの自由行動下で心電図を連続記録した実験では，

T-2

トキシン

0.1 mg/kg

および

0.5 mg/kg

の皮下投与後，約

8

時間後から洞性徐脈，第

2

度房室ブロックや心室期外収縮などの不整脈が頻繁に出現するようになり，少なくとも

3

日間は持続することがわかっている43)．このような不整脈は

DON

では

0.5-2.0 mg/kg

の皮下投与で投与後

10

∼

20

時間で生じる44)．上記の

T-2

DON

による心電図変化に並行して

QRS

持続時間の延長（

T-2

トキシン），

PR

間隔と

QT

間隔のそれぞれの延長（

DON

）が観察されている．

T-2

トキシンの実験では，心室期外収縮を除くこれらの多くの心電図変化は自律神経遮断薬によって消失することから，自律神経系機能の変化が大きく関与しているものと考えられている．しかしながら心室頻拍や孤発性の心室期外収縮は自律神経遮断薬の投与によっても減少しないことから，これらの不整脈の発現はトキシンの心筋への直接作用による効果が反映されている可能性が高い．一方，

in vitro

の実験では，新生仔ラット由来の培養心筋細胞を用いて心筋の電気的興奮性を調べた実験45)では，

DON

（

50

∼

200 mg/L

）の作用によって活動電位持続時間（

APD

）が延長することや最大脱分極速度（

Vmax

）の低下が示されている．上記の

Yarom

らは

T-2

トキシンをラット摘出心臓に与えることによって用量依存性に心筋収縮力が低下することを述べている．このような実験結果は，

DON

などのトリコテセン系カビ毒は心筋への直接作用によって心臓の正常な機能に対して阻害的な影響を及ぼすことを示唆する．

7.

酸化ストレス・アポトーシス作用

T-2

トキシンや

DON

の作用によって造血組織，中枢神経細胞および各種培養細胞において酸化ストレスが関与するアポトーシスあるいは

DNA

傷害が生じることが明らかになっている33),46),47),48),49), 50),51),52)_．

Hela

細胞に

T-2

トキシン（

10 ng/ml

）を作用させた実験では，作用後

30

分で

ROS

産生の増加とそれに続く脂質過酸化増大，

2

時間で

DNA

傷害が生じることが報告されている47)．細胞はアポトーシス像を示し，ミトコンドリア経路のアポトーシスに関連する

Bax

，

Bcl-2

，チトクローム

c

の増加に次いでカスパーゼ

-9, -3, -7

の活性化が生じ，カスパーゼ依存性

AIF

経路の関与も認められている47)．細胞のアポトーシスには主にデスリセプター（

FAS, TNF receptor

）を介する経路と

MAPK

ファミリーを介する経路があることが知られている．前者はカスパーゼ

-8

活性化→カスパーゼ

-3

活性化によるミトコンドリア障害を経由しないアポトーシスと，カスパーゼ

-8

活性化→ミトコンドリア阻害作用（チトクローム

C

放出）→カスパーゼ

-9

活性化の経路によるアポトーシスとがあると考えられている47),53),54)．一方，

MAPK

ファミリー（

ERK, JNK,

p38

）のうち，

JNK

（

c-jun

アミノ末端キナーゼ）と

p38

を介した経路によりアポトーシスが誘導されることも示唆されている55),56),57)．

T-2

トキシンは細胞内ではリボソームの

peptidyltransferase

に結合して

ribotoxic stress

response

を起こすことによって，

JNK/p38 MAPK

(8)

ヒト

T

型リンパ球培養系を用いた実験において，カスパーゼ

-3

活性化作用および

JNK

活性化作用を各種トリコテセン系カビ毒の間で比較した成績では，両者の活性化作用は，シルペントリオール（

scirpentriol

）＞ニバレノール（

nivalenol

）＞アセチルデオキシニバレノール（

acetyldeoxynivalenol

）

>HT-2

トキシン

>T-2

トキシンの順に高くなっている37)（トキシンの種類は著者が主なものを抜粋）．

T-2

DON

によるカスパーゼ

-3

の増加はアポトーシスに関連して多くの実験で認められている52),54),58),59),60)．なお，

T-2

トキシンのラット皮膚への作用では

TNF-

α

mRNA

の発現が作用後

3

時間で増加することから，皮膚細胞のアポートシスに

TNF receptor

を介する機序の関与が推測されている62)．ラット胎児脳では，

T-2

トキシン

2 mg/kg

の投与後

12

∼

24

時間で酸化ストレス関連遺伝子（

HO-1

）の増加，

MEKK1

発現遺伝子の増加，ミトコンドリア関連遺伝子（

NADH-dehydrogenase

，チトクロームオキシダーゼ）発現の抑制がみられることから，酸化ストレスにより

MAPK-JNK-c-jun

経路を介したアポトーシスが生じることが示唆されている38)．なお，ラット胎児脳ではカスパーゼ

-3, -8, -9

の遺伝子発現変化は認められなかったが，

TIMP-3

遺伝子発現の増加が

12

時間後に，カスパーゼ

-2

の増加が

24

時間後に観察されたことから，胎児脳におけるアポトーシスには

TNF

リセプター経路が関与する可能性も示唆されている38)．

DON

や

T-2

トキシンの細胞作用によって

ROS

が増加する知見は多くの研究で示されており33),50), 51),63)_，作用後

₁

_{時間以内といった早い段階から}

_ROS

の増加が観察されている51),63)．ヒトの採血で得られたリンパ球に

DON

を作用させた

in vitro

研究では，

6.25 ng/mL

の濃度ですでに

6

時間後には核崩壊（小核）を伴った

DNA

傷害とともに，酸化ストレスを示す過酸化脂質（

MDA

反応）の有意な増加，抗酸化能に関与する還元型グルタチオン（

GSH

）の減少と酸化型グルタチオン（

GSSG

）の増加が観察されている50)．

GSH

の減少は

T-2

トキシンにおいても

Hela

細胞などへの作用後

4

時間でみられ，

MDA

の増加も

8

時間で観察されている48)．細胞内における酸化ストレス制御因子として，

ASK

ファミリーが関与する可能性が考えられて

いる．

MAPK

カスケード（

MAP3K

→

MAP2K

→

MAPK

）の最上流である

MAP3K

は

ASK

（

apoptosis

signal-regulating kinase

）ファミリーと呼ばれるストレス応答分子から構成され，そのうち

ASK1

は酸化ストレスセンサーのような役割を担っていると考えられている64)．

T-2

トキシンや

DON

がこのような細胞内ストレス感受性サイトに作用する可能性もあると思われる．

培養細胞（

Hela

細胞，

Bel-7402

細胞，

Chang

肝細胞）を用いた

in vitro

実験では，カスパーゼ

-3

の増加，

GSH

の増加，

MDA

の増加が認められたことから，

T-2

トキシンは酸化ストレスをもたらし，アポトーシスを誘導することが報告されている48)．カスパーゼ

-8

およびカスパーゼ

-9

の活性も上昇することから，上記の

in vitro

実験で観察されたアポトーシスはおそらくミトコンドリア作用によるものと考えられている．一方，抗酸化防御遺伝子を制御する

JunD

を過剰発現させた細胞では

T-2

トキシンによる細胞生存率が高くなることが報告されている48)．遺伝子発現解析による実験では，酸化ストレス関連遺伝子の発現上昇と同時に抗酸化作用やアポトーシスに対して保護的に働く

SOD

，カタラーゼ，グルタチオンリダクターゼ，グルタチオンペルオキシダーゼ（

GPx

），

VEGF

遺伝子発現の増加がマウス脳やラット胎児脳で見られている38),65)．

PC 12

培養細胞を用いた

DON

の作用効果に関する

in vitro

研究では，

DON

は低濃度域（

125

∼

1000 ng/mL

）ではミトコンドリア傷害を伴うアポトーシス細胞が濃度依存性に増加するが，高濃度（

2000 ng/mL

）ではアポトーシスの割合が減少し，アポトーシスによらない細胞死（

LDH

の増加を伴う）が増加することが報告されている66)．

8.

ミトコンドリア影響著者らは高感度分析装置を用いて，ラット新生仔由来の一次培養心筋細胞の酸素消費速度（

OCR

）に及ぼす

T-2

DON

の作用を観察した67)．その結果，

T-2

トキシンでは

6×10

-5

µM

以上の濃度で，

DON

では

0.78 µM

以上の濃度で

24

時間作用後に測定した

OCR

（

pMoles/min

）が有意に減少することが明らかになった．また，電子伝達系を抑制するオリゴマイシン（

ATP

合成酵素阻害薬）や逆に電子伝達系を活性化する

FCCP

に対する反応性も

T-2

トキシンでは

6×10

-5

µM

以上，

DON

では

0.78µM

あるいは

3.13 µM

の濃度で低下することが示された．さらに，上記の

OCR

の減少は，抗酸化剤であるカタラーゼあるいはアスコルビン酸を含む培養液での共培養によって明瞭に抑制されることが明らかになった67)．これらの実験結果は，

T-2

トキシンや

DON

が細胞に直接作用した場合，何らかのメカニズムによってミトコンドリアの電子伝達系（好気的呼吸）を低濃度レベルで抑制しうること，またその抑制には酸化ストレスが関与していることが示唆さ

(9)

れる．この実験ではミトコンドリア起源アポトーシスの原因となるチトクローム

c

の放出が生じているかどうかは不明であるが，細胞の呼吸代謝バランス（好気的／嫌気的代謝）が大きく影響を受けることで様々な機能障害が誘発される可能性があることを示唆する．ヒト結腸癌由来培養細胞（

HCT116

）に

DON

（

100 µM

）を作用させた実験54)では，

DON

によってミトコンドリアにおける

PTP

（

permeability transition

pore

）の開存促進，ミトコンドリア内膜電位の減少，スーパーオキシドアニオンの生成とチトクローム

c

のサイトゾルへの放出といったミトコンドリア依存のアポトーシス経路が誘導され，同時にカスパーゼ

9

およびカスパーゼ

3

の活性化が生じることが報告されている．

DON

による

PTP

の開存促進はカスパーゼ群の阻害剤（

ZVAD

）によってほぼ完全に抑制され，細胞核のアポトーシス変化は抗酸化剤（

N-Acetyl Cysteine

）によって抑制される54)．細胞からミトコンドリアのみを分離して

DON

の作用を調べた実験では，ミトコンドリア膜の脱分極およびマトリックスの腫大が生じなかったことから，

DON

のミトコンドリア作用は直接効果ではなく，遺伝子毒性の結果とみられている54)．

PTP

はサイトゾルとミトコンドリア・マトリックスとの間で

H

+が出入りする通路であるが，サイトゾル側からミトコンドリア・マトリックス側への

H

+移動が促進される形で

PTP

の透過性が高まる場合は，

ATP

合成酵素（

Complex V

）部位におけるミトコンドリア膜間スペースからマトリックス側への濃度勾配に依存した

H

+の移動が抑制され，結果的に電子伝達系の流れが阻害される可能性も考えられる．一方，

PTP

の開存性が不整脈の誘発にどの程度関与するかは不明であるが，心筋アポトーシス変化などを通じて心室機能に影響することが考えられる68)．

ROS

はミトコンドリア内膜陰イオンチャネル（

IMAC

）の膜電位に影響を与えることが示唆されている．

IMAC

の抑制は不整脈の発現を防ぐ作用があることから68)，マイコトキシン作用下で

ROS

などにより

IMAC

が活性化する場合には，不整脈が誘導されやすくなる可能性も考えられる

9.

その他の影響 1）家畜への影響家畜・家禽においては，ヒトと同様に嘔吐，消化器障害，免疫機能低下が生じるが，そのほか生産性低下，増体率低下，造血器影響，催奇形作用（脚異常）や皮膚影響などが生じる69),70)．カビ毒の摂取は直接的な臓器影響のほかに，感染症や他の疾患に対する罹患感受性の増大が生じることが知られている24),70)．

1

ヶ月齢のブタに

DON

（

1 mg/kg

）を静脈内投与して急性影響を観察した実験では，投与直後から投与後

3

時間にかけて，唾液分泌亢進，嘔吐，下痢などの症状が観察されている71)．投与後

6

時間目および

24

時間目の臓器所見では，脾臓，扁桃，リンパ節，胸腺などのリンパ組織におけるアポトーシスの増加がみられ（リンパ球のアポトーシスは

24

時間＞

6

時間），肝臓ではクッパ

―

細胞の活性化と，肝細胞索から剥離したアポトーシス肝細胞などが投与後

6

時間で強く認められている（

6

時間＞

24

時間）．また，脾臓，胸腺，腸間膜リンパ節で炎症性サイトカインである

IL-6

，

IL-1

βの有意な増加または増加傾向が観察されている71)．カビ毒による生殖細胞への影響も調べられている．ウシの大型卵胞から摘出した顆粒細胞を

2

日間培養後，

FSH

と

IGF1

を加えた培養液に

DON

または α

- zearalenol

を添加して，さらに

2

日間培養した実験では，

0.33 µM

の

DON

でエストラジオール産生の減少，

3.3 µM

の

DON

ではさらにプロジェステロン産生の減少と顆粒細胞数の減少が認められている． α

- zearalenol

では，

0.31 µM

でエストラジオール産生の増加が観察された72)．一方，ブタ卵母細胞に

3 µM

の

DON

を作用させた実験では，卵母細胞の成熟抑制，染色体の配列変位，

DNA

メチレーション増加，アポトーシスの増加が認められている73)．ラットの卵巣顆粒膜細胞に

T-2

トキシンを

24

時間作用させた実験では，

1 nM

の濃度から濃度依存性に細胞生存性低下，抗酸化機能の指標である

SOD

，

GSHPx

，カタラーゼのそれぞれの活性低下，および

ROS

の増加とアポトーシス細胞の増加が認められている74)．これらの実験結果は，

T-2

トキシンは生殖細胞においても酸化ストレスによって細胞の生存性や細胞保護機能に影響を及ぼすことを示唆している．一般的に，

T-2

トキシン，

DON

，アフラトキシン

B1

，オクラトキシン

A

，

DAS

など多くのカビ毒では，それらのカビ毒の複合作用は相乗的ないし相加的に現れることが知られている70)．

T-2

トキシンと

DON

が共存する場合には，ブタの増体効果に関して相乗的な抑制影響が生じる70)． 2）自律神経機能影響カビ毒の多くは病理組織学的変化のほかに，生理的活動にも影響をもたらす．

DON

（

0.5-2.0 mg/kg

）および

T-2

トキシン（

0.1-0.5 mg/kg

）のラットへの皮下投与によって自律神経機能の変化が生じることが心拍変動解析（

HRV

）によって示されている．

(10)

DON

の皮下投与後

90

分をピークに

LF

パワー（交感神経＋副交感神経），

HF

パワー（副交感神経）のいずれも用量依存性にパワー値の低下が観察されるが，自律神経バランス（

LF/HF

比）の観点では

90

分目にもっとも副交感神経＞交感神経となる43),44)．

T-2

トキシンの投与では，

0.5 mg/kg

で

LF

パワー，

HF

パワーの低下が認められている．トリコテセン系カビ毒の摂取によって嘔吐を生じるヒトやブタなどの動物種では，自律神経機能の変化が生じている可能性が推測される．

T-2

トキシン混餌（

3

∼

12 mg/kg

）を

5

日間経口自由摂取したラットの実験では，摂取期間中および摂取期間後の心拍数レベルおよび体温レベルの変化とそれらの指標の日周リズムの変化が

4.5 mg/kg

以上の濃度で生じることが明らかになっている4)．このことから一定濃度の

T-2

トキシンや

DON

は生体の形態学的変化のみならず生理的な恒常性維持機構にも影響を及ぼすことを示唆される．

10.

まとめ

T-2

DON

による毒性影響は全身の広範囲の臓器，器官にわたって認められ，造血組織，脳神経組織，肝臓などでアポトーシスが比較的早期に現れることが明らかになっている．両トキシンによるアポトーシスの発現機序の概要を図

3

に示す．また，低濃度域の

T-2

DON

の作用効果に関する

in vivo

実験系および

in vitro

実験系を用いた過去の主な研究結果のリストを表

1

に示す．細胞を対象にした

in vitro

実験では，低濃度レベルで影響が現れている．多くの研究において，細胞障害に酸化ストレスが関与していることが両トキシンに共通して認められる．毒性影響は

in vitro

の細胞レベルの実験と

in

vivo

の生体レベルの実験とで異なる．免疫系に関しては低濃度曝露の場合，

in vitro

実験では概ね一貫して抑制影響がみられるが，

in vivo

では低濃度領域で免疫系が刺激を受け活性化する場合がある．しかしながら，高濃度域では免疫系の強い抑制が共通して生じている．図3 T-2トキシンおよびデオキシニバレノール（DON）によるアポトーシス発現の想定メカニズム

Bensassi, F. et al.（2012），Pestka J. J. et al.（2004，2008），Baltriukiene, D et al.（2007），Chaudhary, M. et al.（2010）， Sehata, S. et al.（2004），Doi, K. and Uetsuka, K.（2011），Mishra, S.（2014），Wang, X. et al.（2016）を参考にして作成した．

DON

DNA damage

Caspases activation

Mitochondrial alterations

PTP opening

Bax cooperation

Cytochrome c release

Caspase-9 activation

Caspase-3 activation

DNA damage (DNA fragmentation)

Apoptosis

Superoxide anion ↑ Mitochondrial transmembrane potential ↓

Caspase-8

Death receptor (FAS, TNFR)

Fetus brain

T-2 toxin

MAPK family

JNK

C-jun Oxidative stress䠄ROS䠅

60s ribosome subunit

䠄peptidyltransferase䠅

ERK P38

ASK 䠄MAP3K family䠅 ASK1-Trx complex (oxidative stress sensor)

ASK1 activation + TRAF2/6 ASK1

Cellular

proliferation

Apoptosis↑(Caspase-3 activation )

Protein synthesis↓

Immune response changes

Ribotoxic stress

Bid/Bcl

AIF release

(11)

表1 比較的低濃度（⽤量）のT-2トキシン，DON，DASの毒性実験結果の概要

(A) Comparison of haematotoxicity and myelotoxicity of some trichotecenes13)

Study Critical effect LOAEL/NOAEL Reference

DON Human haematopoiesis in vitro Cytotoxicity < 10-7 M Froqueto et al. (2001)75) T-2 toxin Human haematopoiesis in vitro Cytotoxicity < 10-10 M Froqueto et al.

(2001)75) T-2 toxin Pig, 3 weeks, subacute Reduced number of leukocytes 0.03 mg/kg bw/d/LOAEL Rafai et al.

(1995)18) T-2 toxin Monkey (15 days of exposure

by gavage) Leukopenia 0.1 mg/kg bw/d LOAEL

Rukmini et al. (1980)76) DAS Human haematopoiesis in vitro Cytotoxicity < 10-9 M Froqueto et al.

(2001)75) DAS Human, phase I evaluation Myelosuppression 7 mg/m2 (0.18 mg/kg bw/d)

Parent-Massin and Parchment (1998)77)

(B) Toxicological effects of T-2 toxin and deoxynivalenol(DON) on organs and cellular components

Study Critical effect LOAEL Reference

T-2 toxin

Pathology in pregnant mice provided with toxin-contaminated diet

Low weight of thymus ≧1ppm Shibutani M. ₍₂₀₁₄₎₃₄₎

T-2 toxin

Pathology in offspring from mice provided with toxin-contaminated diet Inhibition of hippocampal neurogenesis, apoptosis of thymus lymphocyte ≧3 ppm (NOAEL= 1 ppm; TDI=0.28 µg/kg b.w./day, UF=500) Tanaka T. et al. (2015)36) Shibutani M. (2015)34) T-2 toxin Pathophysiology in rats provided with toxin-contaminated diet for 5 days

Alterations in heart rate, body temperature, and their rhythmicity ≧4.5 ppm (NOAEL=3 ppm; TDI=0.4 µg/kg b.w./day, UF=500) Tsubone H. (2016)4) T-2 toxin

Body weight gain in pigs provided with

toxin-contaminated diet for 18 days

Reduction of weight gain 83 ppb (83 µg/kg) Verbrugghe E. et al. (2012)8)

T-2 toxin Pathophysiological changes in vivo

Alteration in autonomic nervous system, Increase in arrhythmia

≧0.1 mg/kg b.w. Ngampongsa S. et al. (2012)43)

T-2 toxin Cytotoxicity in vitro

Increases in oxidative stress, DNA damage, and mitochodrial apoptogenic factors

10 ng/ml (Hela) Chaudhari M. et al. (2009)47) T-2 toxin Mitochondrial function in vitro Inhibition of oxygen

consumption rate ≧6×10-5 µM

Ngampongsa S. et al. (2013)67) T-2 toxin Cell viability_{in vitro} Inhibition of survival rate

62 ng/mL (Chang liver), 125 ng/mL (Bel-7402), 1000 ng/mL (Hela)

Zhuang Z. et al. (2013)48)

T-2 toxin Cell viability in vitro Decrease in cell viability

≧1 ng/mL (porcine alveolar macrophage), ≧2.5 ng/mL (undifferentiated intestinal epithelium) Verbrugghe, E. et al. (2012)8) T-2 toxin,

HT-2 toxin Cell viability in vitro Apoptosis

≧100 nM (human cells) for T-2 toxin >1 µM (human cells) for HT-2 toxin

Königs M. et al. (2009)78)

T-2 toxin Cell viability in vitro

Decrease in cell viability with ruduction of SOD, GSHPx, and catalase activities, and increase in ROS

≧1 nM

(ovarian granulosa cells)

Wu J. et al. (2013)74)

DON Cell function in vivo Activation of MAPK

≧1 mg/kg b.w.

(spleen cells in mice with oral adminsitration)

Zohou H. R. et al. (2003)27)

(12)

（A）はParent-Massin, D. et al. 2004.から引用した．（B）は本レビューによるまとめ

LOAEL：最小毒性量（lowest-observed-adverse-effect level），NOAEL：無毒性量（No observed adverse effect level）， UF：不確実性係数（uncertainty factor）トリコテセン系カビ毒によるアポトーシスが造血組織，消化管，肝臓，脳組織など広範囲の器官にわたって観察されている．アポトーシスの発現には遺伝子影響が関与するが，そのメカニズムはミトコンドリア依存性の経路とミトコンドリア非依存性の経路とが重なり合い，またアポトーシスカスケードの上流では，リボソーム

-MAPK

の活性化が関与する経路と

DNA

傷害あるいはデスリセプター／カスパーゼ

8

の活性化が引き金として関与する経路が報告されており，それらの経路の重要性は細胞あるいは臓器によって異なる．アポトーシスは細胞分裂が盛んな組織（骨髄，胸腺，脾臓，腸管上皮など）で生じやすく，また培養細胞においても分化が進んだ細胞よりも未分化の細胞で生じやすい．また，濃度が高い場合には，細胞のアポトーシスのほかに一般毒性としての細胞壊死が生じる．経口曝露実験では，餌の内容や消化管内微生物叢によっても毒性効果が影響を受ける可能性がある．経口投与された

T-2

トキシンが経胎盤性に胎仔に移行し，胎仔および新生仔の脳の一部（ラット終脳，マウス海馬）にアポトーシスやニューロン新生抑制が生じることは注目に値する．低濃度曝露では，これらの形態学的変化は一過性であるとされるが，神経発達が遅延することにより何らかの機能的な変化が遺残する可能性も否定できない．トリコテセンの化学構造として

C-8

官能基が異なる

T-2

トキシン（タイプ

A

）と

DON

（タイプ

B

）との間で毒性を比較した場合，

T-2

トキシンは

DON

に比べて明らかに毒性が強いという違いはあるものの，毒性の定性的な面では両トキシンの間で明瞭な相違を積極的に示すデータは見当たらない．また両トキシンによる酸化ストレスがトリコテセン化学構造のどの部分で誘起されるのかに関しても共通構造であるエポキシ環の関与も含めて詳細がわかっていない．一方，ミトコンドリア活性が高い細胞や

DNA

合成・蛋白合成が盛んな細胞ではこれらのトキシンによる酸化ストレスを受けやすいことが毒性発現の基本に存在するものと思われる．

謝辞

本論文内容の一部には厚生労働科学研究費補助金（食品の安全確保推進研究事業）（

H22-

食品

-

一般

-008

；

H25-

食品

-

一般

-009

）による研究成果が含まれる．

DON Pathophysiological changes in vivo

Alteration in autonomic nervous system, Increase in arrhythmia

≧0.5 mg/kg b.w. Ngampongsa S. _{et al. (2011)}₄₄₎

DON Mitochondrial function in vitro Inhibition of oxygen

consumption rate ≧0.78 µM

Ngampongsa S. et al. (2013)67) DON Mitochondrial function in vitro Apoptosis, release of

cytochrome c 100 µM

Bensassi F. et al. (2012)54) DON Cell viability in vitro Apoptosis, mitochondrial

damage ≧125 ng/mL (PC12)

Wan X. et. al. (2016)66) DON Cell function in vitro

Decrease in cell number, decreases in estradiol and progesterone production

3.3 µM Pizzo F. et al. (2015)72)

DON Cell viability in vitro

Inhibition in maturation of porcine oocyte, Apoptosis with chromosome misalignments and DNA methylation

3 µM (porcine oocyte) Han J. et al. (2016)73)

DON Cell viability in vitro DNA damage ≧6.25 ng/mL (human lymphocytes)

Yang W. et al. (2014)50) DON Cell function in vitro

Inhibition of NF-κB reporter activity in RAW264 cells with PAM3CSK4-stimulation

≧125 ng/mL Sugiyama K. _{et al., 2010}

DON, NIV, T-2 toxin, HT-2 toxin

Cell function in vitro

Inhibition of NF-κB reporter activity in THP-1 cells with LPS-stimulation ≧125 ng/mL (DON, NIV) ≧10 ng/mL (T-2) ≧1 ng/mL (HT-2) Sugiyama K. et al., 2016

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