Goldthioglucose肥満マウスのインスリソ抵抗性と肝インスリソ受容体に関する研究

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原著

〔書鷹樽41第犠、鱗〕

Goldthioglucose肥満マウスのインスリン抵抗性と

肝インスリン受容体に関する研究

東京女子医科大学第3内科学教室（主任

書爵簿手

平田幸正教授）（受付平成元年12月18日）

Alteration of Insulin Receptors in the Liver of the Goldthioglucose

Obese Mouse with Insulin Resistance

Hiroko YOSHINO

Department of Medicine III（Director：Prof． Yukimasa HIRATA） Tokyo Women’s Medical College

In order to understand the mechanism of the insulin resistance in obese animals，the alterations of insulin binding and phosphorylation of the insulin receptor purified from livers of goldthioglucose （GTG）一induced obese mice were studied．

After the injection of GTG， the mice became hyperphagic and weighed more than 120％of the control． The obese mice had fasting hyperinsulinemia and showed poor response to the exogenous insulin， but evidenced no remarkable glucose intolerance． The insulin receptor was purified from the mouse liver by the use of a wheat germ agglutinin affinity column． Insulin binding to the receptor from the obese mouse hver showed no significant change compared to the contro1． However， an almost 50％ decrease in the insulin stimulated autophosphorylation and the tyrosine kinase activity of the insulin receptor extracted from obese mouse Iiver was observed when compared to the control．

These results suggest that the defective insulin receptor kinase of the obese mouse liver may account for the insulin resistance in obese animals．

緒言従来，糖尿病はインスリン作用の低下に基づく疾患と考えられていたが，特に肥満者では高インスリン血症を示すにもかかわらず高率に糖尿病が発生することが認められている．この肥満におけるインスリン抵抗性すなわちインスリンの作用低下の機序を研究することは，肥満症とインスリン非依存型糖尿病の関係の解明上，重要であると考えられる．インスリンの作用はインスリンが標的細胞におけるインスリン受容体に結合することから始まるが，肥満におけるインスリン抵抗性はこのインスリン受容体の異常およびインスリン受容体以降の異常に起因することが想定される．インスリン受容体Dはαとβの2種のサブユニットよりなる四量体で，インスリン分子がα一サブユニットに結合した後，速やかにβ一サブユニットが自己燐酸化されチロシンキナーゼとして働くとされている2）．この経路はインスリン分子の持つ情報が細胞内へ伝達され，インスリン作用が発現されるための重要な段階であると考えられている2＞∼7）．肥満やインスリン非依存型糖尿病におけるインスリン受容体の異常や受容体以降の異常は各種の臓器について検討されつつある8）∼14）．今回，私共はgoldthioglucose（以下GTG）によって作った視床下部性肥満マウスの肝よりインスリン受容体を精製し，この受容体のインスリン結合能，

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受容体β一サブユニットの自己受酸化およびチロシンキナーゼ活性の変化について検討した，実験材料および方法 1．材料 γ一32P一アデノシンー5〆一3燐酸（γ一32P−ATP）は ICN社（米国），1251一モノ炉心ドヒトイソスリンは Amersham社（イギリス）のものを使用した．ブタインスリンはNovo社（デンマーク）のもの（lot

No。 S8391272）を使用した． Wheat germ agg−

lutinin（以下WGA）アガ・一スはE−Yラボ社，

Hepesは和光純薬， goldthioglucose（GTG）およびインスリン受容体精製に用いたショ糖，pheny1− methyl sulfonyl且uoride（PMSF）， aprotinin， N−acetylglucosamineはSigma社のものを使用した．パンソルビンはCalbiochem社（米国），ヒトγ一グロブリンはミドリ十字社，牛血清アルブミン（以下BSA）は半井化学社， SDSポリアクリルアミドゲル電気泳動に用いたacrylamide， N， N’一methylene bisacrylamide（BIS）， N， N， N’， N’一tetramethylethylenediamine（TEMED）， arnmonium persulfateはBio−Rad社，ピストン H2BはWorthington社のものを使用した．抗ホスホチロシン抗体（以下αPty）および抗インスリン受容体抗体（以下αIR）は， Dr． C． R． Kahn， Dr． M。F． White（ボストン，米国）より提供を受けた． 2．動物 4週齢のICR雄マウスの腹腔内に注射用蒸留水で溶かしたGTG（Sigma）を500mg／kg投与し，経時的に体重，血糖，血漿immunoreactive insu− 1in（IRI）を測定した．対照として生理食塩液を腹腔内に投与したものを用いた．飼育は，陽圧式クリーンラックで温度22±2℃，明暗周期12時聞（点灯8時，消灯20時）の環境下で固形飼料はオリエンタル酵母株式会社製，成分は358kcal／100g中水分8％，蛋白質24。6％，脂肪5。6％，灰分6．4％，繊維3．1％，炭水化物52．3％を用い水は自由に摂取させた．対照群と比較して120％以上の体重増加群を肥満群としGTG投与後体重が最大となった16週から24週齢でエーテル麻酔下に採血および肝臓の摘出を行った．肝摘出の1週間前に糖負荷試験と 332 インスリン負荷試験を行った．糖負荷試験では， overnight fastingの状態で！g／kgのグルコースを腹腔内に投与し，投与前，投与後30分，60分， 120分，180分の時点で血糖値を測定した．インスリン負荷としては0．4u／kgのレギュラーインスリンを腹腔内に注射し，前，30分，60分，120分，180 分の時点で血糖採血を行った．これらの実験は室温25℃で行った． 3．インスリン受容体の精製インスリン受容体の精製は岡本らの方法に従った4）．すなわち，摘出した肝臓を脱血後，250mM

ショ糖，2mM phenylmethyl sulfonyl Huoride

（PMSF），0．1mg／ml aprotininを含むpH 7．45の 50mM Hepesバッファー中でelectric homogen− izerを用いて4℃下で粉砕掩拝し，4℃8000回転にて15分間遠心した．その上清を1％Triton X−100 で可溶化後，4℃にて90分間100，000Gで超遠心し，上清をWGAアフィニティカラムにかけた．カラムを0．1％Triton X−100を含む50mM Hepesバッファーでよく洗い300mM N−acetylglucosamine にて糖蛋白を抽出し，インスリン受容体として実験に用いた。蛋白濃度は蛋白定量試薬（Bio・Rad 社）を用いて測定した． 4．インスリン受容体結合インスリン受容体結合は3μgのインスリン受容体を0．1％BSAと0．1％Triton X−100を含むpH 7．45の25mM Hepesバッファー中で12‘1一モノヨードインスリンと種々の濃度の非標識インスリンと共に4℃16時間インキュベートした後，1％ヒトγ一グロブリン，25％polyethylene glycolを加えて遠心し，沈殿中の放射活性をγ一シンチレーシ・ンカウンターを用いて測定した．10−6Mの非標識インスリン添加時の125Lモノヨードインスリンの結合を非特異的結合として総結合量より差し引き，特異的結合率で結果を表現した． 5．インスリン受容体自己燐酸化インスリン受容体の自己燐酸化アッセイは，春日らの方法に従い15）対照群と肥満群で同じインスリン受容体結合を示す蛋白量を用いて行った．すなわち，5mM Mn＋2の存在下で100nMインスリンを加え22℃にて60分間インキュベートした後，30

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μMγ一32P−ATPを添加し10分間燐酸化を行った．

燐酸化反応は100mMフッ化ナトリウム，！0mM

ピロ燐酸ナトリウム，5mM EDTA，2mM・ミナジン酸ナトリウム，0．1％Triton X−100を含むpH 7．45の冷却した50mM Hepesバッファーを加えることによって終了させ，αPty（1：100）あるいはαIR（！：200）を加え4℃2時間免疫沈降させた．さらに！0％パンソルビンを加えることによって抗原一抗体複合体を沈殿させ，1時間後沈殿を1％Triton X−100と0．1％SDSを含む50mM

Hepesバッファーで3度洗浄し，100mMジチオ

スレイトール（以下DTT）を含むLaemmliの

バッファー16）を加え，蛋白を可溶化し煮沸してすべての反応を停止させた．32P標識蛋白はSDS一ポリアクリルアミド電気泳動（以下SDS−PAGE）によって分別した（2％stackingゲル，7．5％resolv− ingゲル）．オートラジオグラムは乾燥したゲルを一80℃でKodak−Omat AR5フィルムに5∼7 日間暴露して得た．オートラジオグラム上，分子量95，000蛋白に一致したβ・サブユニットの濃さはナートラジオグラムをscanning densitometer （LKB UItra−scan XL）にかけることによって解析した．

6．ピストンH2Bの燐酸化

インスリン受容体の外来性基質としてピストン H2Bを使用し，受容体チロシンキナーゼ活性を検討した17）18）．1．5μgのインスリン受容体に5mM

MnC12と100nMインスリンを加えて50分間室温

でインキュベートした後，0．1ng／mlのピストン H2Bを加え，10分後に30μMγ一32P−ATPを添加し15分間燐酸化を行った．燐酸化反応はDTTを含むLaemmliのバッファーを加え煮沸することにより終了させた．蛋白は．12％のresolvingゲルを用いたSDS−PAGEにて分別した． 7．統計結果はすべて平均±SEで表し，統計学的解析にはStudent’s t testを用いた．結果 1．肥満マウスの特徴

GTG接種後3∼4週より体重増加を認め

12∼19週で最大となり対照の120％以上の体重増加を示したものを肥満群（n＝16）とした．表1には対照（n＝8）と比較した肥満マウスの特徴を示している．肥満群の体重は73±11．3gと対照群 42．3±4．Ogに比し有意に増加しており，空腹時血糖は対照群が82±28mg／dl，肥満群では109±30 mg／d1であり両群の間に差はなかったが，空腹時 IRIは対照群の3．2±1．9μU／mlに対し肥満群では30．6±！．9μU／m1と＝有意に高値であった．肝重量は対照群の1．5±0．17gに対し，肥満群は3．65± 0．96gと有意に増加していた． 1g／kgのブドウ糖を腹腔内に投与してグルコース負荷試験を施行した．図1に示すごとく糖負荷後30分の血糖値は対照群の217．8±47．2mg／dlに比し肥満群で348．5±114，8mg／d1と上昇し，60分値，120分値，180分値も肥満群は対照群に比し高い値であったが，有意差とはならなかった．次にインスリン感受性を検討するためにインス表1 Goldthioglucose肥満マウスの特徴 Contro1（11＝8） Obese（n＝16）

Initial body weight（9） 21，7±1．5 22．5±2．4

Final body weight（9） 42，3±4．0 73．0±11．3＊

Blood glucose（mg／d1） 82 ±28 109 ±30

Fasting IRI（μU／ml） 3．2±1．9 30，6±14．6＊ Liver weight（9） 1．5±0．17 3，65±0，96卓

Values are means±SE，＊p＜0．01 vs． controls，

400 ミ3。。 8 § 蓋200 塁 m 10 Glucose lg／kg i．p．毒 ’ 1

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o：Control （n；6） ●：Obese （n＝6）＼工一一一一一一黶D

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0 30 60 120 180 Time（mln）図1 ブドウ糖負荷試験 1g／kgのブドウ糖をマウスの腹腔内に投与し0分， 30分，60分，120分，180分に尾静脈より採血し血糖値を測定した．各点は対照（○）および肥満（●）それぞれ6例の平均±SEで示した．

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15 書喜喜10 § ぷ蒼50 面 nsulin O．4u／kgi．P． O ：Control （n ＝4） ●：Obese （n＝4）＼ユ＿L．．一一一．．．．．．ユ．．＿，．．＿一工、冨盆蒼．≡ミ事訳￡3

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4．0 量3，竜にユリ語 1．ま、 o：Contror （n＝8） ●：Obese （n＝16）一■胃「●■一r・幽一一、、 0 0．5 1．O Insulin bound （nM）

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0 0．1 1 10 100 1nsulln concentration（nM）図3 マウス肝インスリン受容体におけるインスリン結合 WGAレクチンゲルを用いて精製したインスリン受容体3μgに種々の濃度のインスリンと1251一モノヨードインスリンを加え，4℃，16時間インキュベートした後ヒトγ一グロブリンとポリエチレングリコールを加えることによりインスリソー受容体複合物を沈殿させた．特異的結合率は，10−6Mインスリンを加えた時の結合率を非特異的結合率として総結合率から差し引いて示した．中の小グラフはインスリン受容体結合の Scatchard解析を示した．対照（○）8例，肥満（●） 16例の平均±SEで表した． ∼Dは，αIR（B−9）で免疫沈降した場合である．インスリン刺激をしていないlane A， Cでは燐酸化された蛋白は認められないがインスリン刺激を加えるとlane B， Dに示したごとく分子量95，000 に一致した部位にバンドを認め，これはインスリン受容体β一サブユニットであると判断された．この分子量95，000蛋白の濃さは肥満マウス（lane D）では対照マウス（lane B）と比較し，著しく減少していた次に，燐酸化蛋白をαPtyで免疫沈降した場合を図41ane E∼Hに示した．インスリン刺激をしていないlane E， Gでは分子量170，000の部位にバンドを認めたのみであり，その濃さは対照マウス（1ane E）に比し肥満マウス（lane G）では減弱していた．インスリン刺激を加えると対照，肥満のいずれの場合も分子量95，000に一致した部位にバンドが現れ，その程度はαIRによって免疫沈一334一

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Control A B Obese

一

C D Control Obese 一一 E F G H （MrX10−3） 200一 ←170K 116一 92一

藩

66一 45一 lnsulin（100nM）一十一十一十一十 lmmunopr㏄ipitatod 」＿＿＿＿＿＿＿＿＿＿」」■＿＿＿一一＿■＿國＿＿＿＿l

with αIR（8−9） αPty

図4 マウス肝インスリン受容体の自己燐酸化を示すオートラジオグラム

Lane A， B， E， Fは対照マウス肝インスリン受容体， lane C， D， G， Hは肥満マウ

ス肝インスリン受容体を同じ受容体結合率を示す蛋白量を使用し，5mM MnC12の存在下にて30μMγ一32P−ATPで燐酸化した． Lane A∼Dはインスリン受容体をαIR で免疫沈降し1ane A， C，はインスリンを加えずlane B， Dは100nMインスリンを加えた結果である．Lane E∼HはαPtyで免疫沈降しており1ane E， Gはインスリンを加えず，1ane F， Hは100nMインスリンを加えた結果である．100nMインスリン刺激下で95，000蛋白に一致したバンドが出現し，その濃さは対照に比し肥満では減少していた．傾向はαIRおよびαPtyのどちらで免疫沈降した場合も同様であった． αIR：抗インスリン受容体抗体，αPty：抗ホスホチロシソ抗体降された場合と同様，肥満マウス（1ane H）では対照マウス（1ane F）に比し著しく劣っていることが示された．分子量170，000の蛋白の濃さは対照，肥満いずれの場合もインスリン刺激による変動は認めなかった．図5は8例の対照と肥満の著しい8例より精製したインスリン受容体の自己燐酸化を，インスリン無刺激あるいは100nMインスリン刺激下において行い，分子量95，000の濃さをdensitometer によって解析しβ・サブユニットに取り込まれた 32Pの量を表した結果である．図4に示したごとくインスリンで刺激していない状態では対照群，肥満群のいずれの場合にも分子量95，000の位置にはほとんどバンドは認めず，この部位の32Pの取り込みはほぼbackgroundと等しいと考えられた．100nMのインスリンによって刺激すると対照群ではインスリン無刺激時の約13倍（0．85±0．12）に32Pの取り込みが増加し，これに対し肥満群の β・サブユニットへの32Pの取り込み量は対照群の 50．5％（0．43±0，1）にとどまり有意に低下していた（p＜0．01）．次に，インスリン受容体を1∼1000nMのインスリンで刺激し自己燐酸化を行った．図6は図5 と同様に燐酸化された分子量95，000の濃さを densitometerによって解析した結果である．対照群ではlnMインスリンの刺激を受けてもβ・サブユニットの燐酸化は明らかではないが，10nM， 100nMと刺激インスリン濃度が増すに従いβ一サブユニットへの32Pの取り込みが増加し，100nM が最大刺激インスリン濃度であった．一方，肥満

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1．0 量 § q 話一ゆり。；芒＞ 0．5’；お 3を田｛1 8ε 蓉三忌 0 ControI

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Obese

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G H 誌・（一95K 66一 45一 31一 22一 14一試、、，6兎噂一Histone H2B lnsulin（100r湖）一十一十一十一十図7 ピストンH2Bの燐酸化を示すオートラジオグラムインスリン受容体の基質としてピストンH2Bを加えて30μMγ一32P−ATPで燐酸化を行い，燐酸化蛋白をSDS−PAGEにて分別した． Lane A， Bは1例の対照，1ane C， D，E， F， G， Hは3例の肥満の結果を示した． Lane A， C， E， Gはインスリンを加えず，lane B， D， F， Hは100nMインスリンを加えた時の結果を示した．

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800 ぞ了oo δ600 ，量5。o § 婁400 §300 5，。。 100 ControI

一

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米｝nsul｝n（100nM）一十一十崇p＜0．05 v．s control 図8 ピストンH2Bへの32Pの取り込みヒストソH2Bに相当するゲル部分を切り取りβシンチレーションカウンターで32Pの取り込みを測定し，対照3例，肥満5例の平均±SEを示した．加えて燐酸化アッセイを自己燐酸化の低下が強い 5例について検討した．図7には対照1例と肥満 3例のオートラジオグラムを示した．図7のlane A，Bは，対照マウスのインスリン受容体を用いた場合である．インスリン無刺激の状態でも分子量 15，000∼20，000のピストンH2Bのバンドが出現しているがさらにインスリン添加時には，強く刺激された．Lane C∼Hは，肥満マウスのインスリン受容体を用いた結果である．いずれの場合もピストンH2Bのバンドはインスリンにより刺激されてはいるが，対照に比しその程度は劣っていた．次に燐酸化されたピストンH2Bに相当する部分をゲルより切り取り，βシンチレーションカウンターにて32Pの取り込みを測定し，3例の対照群と5回忌肥満群の結果を図8に示した．インスリン刺激を受けていない場合は対照群と肥満群の間にほとんど差を認めなかったが，100nMインスリンによって刺激されると対照群ではインスリン無刺激の2．4倍である612±85．5cpmに32Pの取り込みが増すのに対し，肥満群では1．4倍である348± 83．5cpmに増加したのみであった（p＜0．05）考察臨床的に，著明なインスリン抵抗性を生み出す原因としては血中にインスリン抗体やインスリン受容体抗体などのインスリンの作用を妨げる物質が存在する場合とインスリンの標的細胞におけるインスリン受容体，およびそれ以降の障害に由来する場合が想定されてい・る．臨床上，肥満症は，強いインスリン抵抗性を来すものとして最も普遍的な疾患の一つであるが，その病態にはインスリン受容体，およびそれ以降の細胞内レベルの異常が深く関わっていると考えられる．今回，私共はGTGを腹腔内注射し，それによって視床下部が破壊されることにより肥満マウスを作製し，これらのマウスが従来のGTG肥満マウスに関する報告と19）20）同様にインスリン抵抗性状態にあることを確認した．このインスリン抵抗性肥満マウスの肝臓を用いてインスリン受容体を部分精製し，インスリン受容体結合や燐酸化の変化が，インスリン抵抗性の発生に何らかの関わりを持つ可能性について検討した．肥満した動物あるいはヒトにおけるインスリン受容体結合の変化については種々の報告21）∼27）がなされている．肥満者のリンパ球24）や単球25），肥満マウスの単離脂肪細胞においてはインスリン受容体数が減少しているという報告が多く，このような現象は高インスリン血症によるインスリン受容体のdown regulationで説明されうると考えられていた．しかしながら肥満したラヅトの単離脂肪細胞のインスリン受容体結合は細胞1個あたりでは増加28）29），．単位表面積あたりでは不変とされており，さらに同じ肥満動物でも組織によってインスリン受容体結合への肥満の影響は異なるという報告もあり29），一定の見解は定めがたい．今回，私共は肥満マウスの単離肝細胞におけるインスリン受容体結合の検討は行っていないが，肝より抽出したインスリン受容体を用いた場合，そのインスリン結合は肥満と対照の間に差を認めなかった． Le Marchand−Bruste1ら8）は， GTG肥満マウスの腓腹筋のインスリン受容体を用いてインスリン結合を検討し，肥満マウスでは対照に比し22％の結合率低下があり，Scatchard解析からインスリン受容体数が減少していると報告した．彼らの用いた肥満マウスは私共の場合と比較し，より著明な高インスリン血症を呈しており，また，より明ら

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かな耐糖能障害も加わっていることから，これらの因子がインスリン結合に影響した可能性が考えられるが，彼らは肥満マウスにおけるインスリン抵抗性の強さはわずかなインスリン受容体数の減少のみでは説明でぎないとしている．インスリンがインスリン受容体に結合した後，受容体β・サブユニットが燐酸化し，チロシンキナーゼとして働くことが1982年に発見された．インスリン受容体の燐酸化は種々の組織において普遍的に認められる現象であり30）∼35），インスリンの情報伝達機構の一環として重要な役割を担っていることを示唆する報告は数多い3）∼7）36）∼39）．ストレプトゾトシン糖尿病ラットやBBラット4）などの糖尿病動物を始めとして，インスリン抵抗性糖尿病例6）7）やインスリン非依存型糖尿病例1D∼14）などインスリン作用の低下状態における実験動物や種々の病態における細胞組織において，インスリン受容体の自己燐酸二心および，受容体チロシンキナーゼ活性が減弱しており，一方，インスリン様作用を有することが知られているインスリン受容体抗体36）37），トリプシン38），バナジン酸ナトリウム39）などは，インスリン受容体自己燐酸化能を刺激し，チロシンキナーゼ活性を高めるということが報告されている．また，近年，インスリン受容体のアミノ酸配列が明らかにされ40），受容体を合成することが可能となったが，この手段により受容体β一サブユニットの燐酸化部位と考えられるチロシン基を他のアミノ酸に組み替えた変異インスリン受容体を細胞に植え込み，インスリン作用や受容体燐酸化を検討すると，正常インスリン受容体を植えた細胞と比較し，インスリン作用，燐酸化能共に低下していることが確認された41）．私共の使用したGTG肥満マウス肝のインスリン受容体に関してみると，その自己燐酸化能は対照に比し，約半分の強さに減弱していた．燐酸化されたインスリン受容体をαIRあるいはαPty の2種類の抗体によって免疫沈降したところ肥満における自己燐酸化能の阻害の程度はどちらの抗体で免疫沈降しても同程度であった．受容体の燐酸化部位の同定は行っていないが，αPtyによって免疫沈降した結果から，肥満マウス肝インスリン受容体ではβ一サブユニットのチロシン残基の燐酸化が阻害されていることが示唆された．

αPtyにより免疫沈降した際認められた

170，000蛋白は，1）分子量170，000の糖蛋白である，2）αPtyで免疫沈降されるがαIRで免疫沈降されない，3）インスリンによって刺激されない，などの理由から上皮成長因子（EGF）受容体であると考えられるが，抗上皮成長因子受容体による免疫沈降を行っていないため断定はしがたい．種々のインスリン用量による受容体自己燐酸化の反応曲線をみると従来の報告と同様に37）インスリン濃度が増すにつれ燐…酸化は増強し，100nMインスリンによって最も刺激され1，000nMインスリンでは減弱することが対照マウス肝インスリン受容体において示された．今回，私共が得たインスリン用量反応曲線は対照と肥満のいずれの場合も反応がプラトーを示していないため，刺激インスリン用量のED5。値を求めることはできなかった，しかし，両者の曲線を比較すると，肥満において反応の右方移動は明らかでなく最大インスリン刺激に対する反応の低下が顕著であった．この現象はLe Marchand−Brustelら8＞がGTG肥満マウスの横紋筋より抽出したインスリン受容体を用いて行った自己燐酸化のインスリン用量反応曲線の結果と一致するものであった．更に肥満マウスインスリン受容体は自己燐酸化能のみならず，チロシンキナーゼ活性も対照の約半分に低下していることが示された．インスリン受容体の外来基質としていくつかの物質が知られているが，今回はそのうちの一つであるピストン H2B17）18）を使用した．ピストンH2Bは分子量 15，000∼20，000の幅広いバンドとして検出され必ずしも純度の高い物質ではない．そのためインスリン無刺激の状態においても燐酸化されたピストンH2Bのバンドがみられ，その濃：さは対照と肥満に差はないがインスリン刺激が加わると明らかな差が認められた．今回，私共の得た結果から肥満マウスにおけるインスリン抵抗性にインスリン標的器官の一つである肝のインスリン受容体の燐酸化能の低下が関一338一

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与する可能性が示された．同様の報告が，GTG肥

満マウスの横紋筋を用いたLe Marchand−

Brustelら8），肥満者の横紋筋を用いたArnerら14）によって成されている．しかしながら，Debant ら42）は肥満．したZuckerラットの脂肪細胞から抽出したインスリン受容体では自己燐酸化焔，チロシンキナーゼ活性共にインスリン刺激によりむしろ過大反応を示すことを報告しており，また自然発症の肥満および高血圧を呈する8HR／Nラットの肝臓においてはインスリン受容体チロシンキナーゼ活性は不変である43）という報告があり，これらの動物におけるインスリン抵抗性はインスリン受容体キナーゼの変動では説明され得ないとしている．このような結果の相違は実．験に使用した動物の種類や臓器の差に由来する可能性があり，更には肥満の程度やその期間，動物の週期などに強く影響されうると考えられる．稿を終えるにあたり，御指導，御校閲を賜りました平田幸正教授に深く感謝いたします，また，終始，御助言，御盛燵下さいました荷見澄子博士に心より感謝いたします．さらにご協力下さった苅部幸代技師に厚く御礼申し上げます．文献

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